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COMPOSTAJE DINÁMICA DEL

Uso efectivo de microorganismos

Daniela Rosero-Murillo, Paúl Arias-Muñoz, Santiago Cabrera-García, Oscar Rosales-Enríquez & Gabriel Chimbo-Yépez.

DEL

COMPOSTAJE DINÁMICA

Uso efectivo de microorganismos

DEL

COMPOSTAJE DINÁMICA

Uso efectivo de microorganismos

Edita

Editorial Universidad Técnica del Norte

Avenida 17 de Julio, 5 21

Ibarra - Ecuador

Telf. 593 (6) 299 7800 editorial@utn.edu.ec

Pares revisores académicos externos

MSc Klever Mauricio Quimbiulco Sánchez

Universidad Yachay Tech kquimbiulco@yachaytech.edu.ec

MSc Diego Marcelo Caicedo Rosero Universidad Politécnica Estatal del Carchi - UPEC diego.caicedo@upec.edu.ec

Corrección de estilo

PhD. Carlos Andrés Bolaños Carriel

Evaluador Revisor de Estilo

Fotografía

Diseño y diagramación

Lic. Carla Perugachi carlaperugachi@gmail.com

Editorial Universidad Técnica del Norte

Prohibida la reproducción total o parcial de esta obra sin la previa autorización escrita por parte de la editorial.

Edición digital

DOI: 10.53358/libficaya/UJLF5647

ISBN: 978-9942-572-39-4

Autores

Daniela Rosero-Murillo mdroserom1@utn.edu.ec https://orcid.org/0009-0002-0061-6801

Paúl Arias-Muñoz dparias@utn.edu.ec ttps://orcid.org/0000-0002-1263-2748

Santiago Cabrera-García jscabrera@utn.edu.ec https://orcid.org/0000-0001-6114-2043

Oscar Rosales-Enríquez oarosales@utn.edu.ec https://orcid.org/0000-0001-7131-6203

Gabriel Chimbo-Yépez gachimbo@utn.edu.ec https://orcid.org/0000-0001-8595-6703

4.3.2.

5.Normativa

5.1.Bioinsumos

5.3.Tolerancia

5.4.Manejo

5.4.1.Principales

5.4.2.Medidas

Figuras

Principales géneros de microorganismos beneficiosos en el proceso de compostaje.

Funciones de las bacterias en el proceso de compostaje. Fuente: Brey, (2023).

Mecanismos beneficiosos de las microalgas para el mejoramiento del compostaje61

Figura 23 ...............................................................................................................

Proceso de bioprospección para la obtención de microorganismos benéficos para el proceso de compostaje. 69 Figura 24 ...............................................................................................................

Mapa global de áreas clave para la bioprospección, destacando hábitats ricos en biodiversidad con potencial para descubrimientos científicos e industriales. .......

Figura 25 ...............................................................................................................

Proceso de Tinción de Gram para la identificación de bacterias.

Figura 26 74

Proceso de Tinción Diferencial para la identificación de actinomicetos y hongos. 74

Figura 27 75

Proceso de la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR). .............................. 75

Figura 28 ............................................................................................................... 76

Proceso de electroforesis en gel en gradiente desnaturalizante para la identificación de microorganismos.

Figura 30 77

Proceso de Secuenciación de Next Generation. Fuente: Park & Kim, (2016). ..... 77

Figura 31 ............................................................................................................. 121

Distribución de tierras dedicadas a la agricultura orgánica por continente 121

Indice Tablas

Rango de pH para el crecimiento óptimo de los microorganismos en el

Tabla 12 .............................................................................................................

Tipos de tinción para la identificación de los microorganismos..........................

13 ............................................................................................................

Técnicas moleculares para la identificación de los microorganismos. ...............

Tabla 14 ............................................................................................................

Genes de uso frecuente para evaluar procesos microbianos específicos usando PCR. ......................................................................................................

Tabla 15 .............................................................................................................

Efectos positivos en cultivos al hacer uso de inóculos microbianos en el proceso de compostaje. ...................................................................................................

16 .............................................................................................................

Enzimas secretadas por el actinomiceto Streptomyces griseorubens. ..............

17 .............................................................................................................

Enzimas que secreta el hongo Phanerochaete chrysosporium.

que secreta la bacteria Paracoccus denitrificans. .............................

que secreta la bacteria Ureibacillus thermosphaericus.

Límites establecidos de metales pesados por diferentes normativas en un . insumo orgánico. ..............................................................................................

24 ..........................................................................................................

Límites establecidos de patógenos por diferentes normativas en un fertilizante orgánico. .........................................................................................

25 ...........................................................................................................

Almacenamiento de los microorganismos a corto y largo plazo. .....................

Prólogo

El documento presenta una investigación exhaustiva sobre el uso adecuado de los microorganismos en el proceso de compostaje. Este está redactado desde la perspectiva de las ciencias agrícolas con énfasis en la biotecnología agrícola y microbiología. El objetivo principal de este trabajo es sintetizar la información más relevante para la correcta inoculación de microorganismos en el compost a través de una revisión de trabajos experimentales de alto impacto y de bibliografía especializada a nivel mundial.

En esta obra se explorarán aspectos claves del uso de los microorganismos como lo son: fases del proceso de compostaje, materiales utilizados, métodos de compostaje, microbiología del compostaje, microorganismos benéficos en el compostaje, bioprospección de microorganismos, inoculación de microorganismos en la composta, inocuidad en el compostaje, y normativa y regulación del uso de abonos orgánicos.

El libro se plantea como una herramienta para productores, proveedores de insumos, investigadores, funcionarios públicos, funcionarios de organizaciones no gubernamentales, estudiantes de ciencias agrícolas y ciencias biológicas. Ya que con su información permitirá tomar decisiones adecuadas sobre el uso de microorganismos para mejorar el proceso de descomposición y mineralización de la materia orgánica.

Finalmente, los autores buscan que se contextualice a la obra como un análisis detallado de elaboración del compostaje desde un contexto científico y técnico. Además, se persuade a la modificación de paradigmas en el uso del compost como una enmienda que aporta nutrientes, a un biofertilizante que cataliza los ciclos biogeoquímicos y potencia los servicios ecosistémicos en los suelos en los que es aplicada.

Introducción

El acelerado crecimiento poblacional y las actividades económicas asociadas a este fenómeno han dado lugar a importantes problemas sociales, económicos y ambientales (contaminación del suelo, aire y agua) (Gligo et al., 2021). Uno de los efectos más significativos de esta explosión demográfica sin precedentes es el aumento en la demanda de alimentos, lo que conlleva a la intensificación de la producción agropecuaria (Manea et al., 2024; Nadarajah & Abdul Rahman, 2023). Para mantener altos niveles de productividad se ha hecho imperioso la aplicación de insumos tanto orgánicos como de tipo sintético.

Ecuador no está exento de estos desafíos ambientales y de salud pública, según datos del INEC (2021) aproximadamente el 56.8% de la superficie ocupada con cultivos permanentes (cacao, maíz, papa, banano, flores) aplican insumos de síntesis química, mientras que en apenas el 3% del área cultivada se utiliza únicamente productos de origen orgánico. De estos últimos, los que destacan y se aplican con mayor frecuencia en las unidades productivas son los bioestimulantes, bioles, extractos de plantas, y biofertilizantes. En este último grupo la enmienda de mayor relevancia y difusión es el compost.

El uso del compostaje ha ganado relevancia como una metodología para solventar los crecientes desafíos de la gestión de residuos orgánicos, la fertilidad del suelo y la agricultura sostenible (Moreano & Mancheno, 2020). Este método se fundamenta en la biodegradación en condiciones controladas de la materia orgánica, lo que resultaría en una enmienda del suelo con carbono orgánico estable (humus) y libre de patógenos (Termorshuizen et al. 2004). La obtención de un compost de calidad requiere tres componentes clave: materia orgánica, una población microbiana inicial y condiciones óptimas (oxígeno, humedad, temperatura, pH y la relación C: N) (Wurff et al. 2016).

El compost, como una enmienda bien elaborada, posee diversas funciones y ofrece servicios que pueden modificar de manera positiva al suelo donde es aplicado generando un sistema resiliente (Termorshuizen et al. 2004). En este contexto, este biofertilizante puede ser considerado como un acondicionador de la matriz edáfica que puede mejorar las propiedades físicas, químicas y biológicas del suelo (Goldan et al. 2023). La modificación positiva de la matriz edáfica en sus propiedades conlleva un incremento en su fertilidad y capacidad de dotar a la planta de un ambiente adecuada para su desarrollo como se detalla en la Figura 1 (FAO, 2023).

Figura 1 Beneficios de la aplicación del compost en las propiedades del suelo y sus funciones ecológicas.

En el aspecto físico, la matriz del suelo puede ser descrita como una estructura compuesta de partículas minerales y orgánicas y espacios vacíos ocupados por agua o aire. La aplicación del compost influencia de manera positiva a las propiedades del suelo como la estructura, densidad y textura, donde son modificadas mediante la estabilización de los agregados del suelo (Kranz et al. 2020). Consecuentemente, procesos como el drenaje, la conductividad hidráulica, contenido de agua y la capacidad de almacenamiento de agua son parámetros que son optimizados en consecuencia de la aplicación de este biofertilizante (Kranz et al. 2020).

En el caso de las propiedades químicas del suelo, el compost se considera una fuente de nutrientes, un elemento de captura de carbono, y también un buffer de pH y de la conductividad eléctrica del suelo. El valor nutricional del compost se basa fundamentalmente en tres grupos: los componentes minerales, macronutrientes primarios (N, P y K), secundarios (Ca, Mg y S) y micronutrientes (Cl, Fe, B, Mn, Zn, Cu, Ni). En general, las concentraciones esperadas de los macronutrientes son aproximadamente 1.5% de N, 0.2% de P y 1.0% de K (Sánchez et al. 2017).

Al tratarse de una fermentación aeróbica, la aplicación de compost en el suelo permite estabilizar el nitrógeno, minimizando las emisiones de gases de efecto invernadero (Joo et al. 2015; Azim et al. 2018). De la misma forma, su aplicación regula la acidificación del suelo y la eutrofización del agua (Bonilla et al., 2012; Sun et al., 2022). Estos efectos en las características químicas del suelo provienen principalmente del aumento de materia orgánica (MO) (Garcia et al., 2014; Graziani et al., 2020; Xie et al., 2023).

Estos contenidos nutricionales son insuficientes para satisfacer las necesidades de los cultivos extensivos (Sánchez et al. 2017). Por lo tanto, las capacidades modificadoras del

suelo que posee este bioinsumo no provienen únicamente de su contenido mineral, sino de otra de sus propiedades. En este aspecto, el compost tiene características biológicas que lo hacen un producto que genera beneficios adicionales al momento de su aplicación al suelo (Pang et al. 2017). Los microrganismos beneficiosos presentes en el biofertilizante son aquellos que otorgan las características mejoradoras del suelo (Trello 2022).

En este sentido, hay varios tipos de microorganismos en las pilas de compost (Nemet et al., 2021). Estos son denominados Microrganismos Efectivos (EM, por sus siglas en inglés). Un EM consiste en un consorcio de microorganismos benéficos, de ocurrencia natural entre los que se enumeran las bacterias, bacterias ácido lácticas, levaduras, actinomicetos y ciertos organismos fotosintéticos (Van Fan et al. 2017; Sumiyati et al. 2022). Los EM desempeñan varias funciones en el compost desde la descomposición, reciclaje de nutrientes, regulación de temperatura, supresión de patógenos y formación de humus (Li et al., 2019; Rastogi et al., 2020; Yánez Yánez et al., 2016).

Queda claro que los microorganismos desempeñan un rol vital en las funciones de un compost de calidad (He et al., 2023; Liu et al., 2023). Sin duda, aprovechar los microorganismos para mejorar el compost representa un enfoque prometedor y sostenible para abordar los desafíos que enfrenta el sector agrícola del país (Yarzábal & Chica, 2021). Más aun en el contexto nacional, la potencialidad de recursos microbianos ofrece una oportunidad para enriquecer enmiendas compostadas (Díaz et al. 2021).

Para aprovechar todo el potencial de los microorganismos en el compostaje, se deben considerar varios aspectos críticos, como la selección de cepas de microbios adecuadas, las condiciones óptimas y el desarrollo de métodos rentables y eficientes (Chroni et al., 2009; Gaspar et al., 2022). Por ello, el objetivo del presente trabajo es brindar información acerca del uso de microrganismos para el mejoramiento del compostaje, donde se realiza una exploración integral, profundizando con aspectos científicos sobre compostaje enriquecido con microorganismos, sus aplicaciones en diferentes entornos agrícolas, los microorganismos específicos involucrados y los beneficios ambientales que se pueden obtener a través de esta práctica sustentable.

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CAPÍTULO 1

1. El compostaje

El compostaje es un proceso biológico, técnico y controlado que transforma los residuos orgánicos en un material homogéneo, estable y con propiedades óptimas para el suelo y desarrollo vegetal (Azim et al. 2018). Este proceso puede ser resumido como una ecuación en la cual el sustrato y el oxígeno ingresan a un sistema y como resultados generan compost, dióxido de carbono (CO2), agua (H2O), amoniaco (NH3), y biomasa (Ecuación 1).

Sustrato +O 2

Compost + CO2 +H 2 O+ NH3 +B iomasa

Ecuación 1. Resumen del proceso de compostaje

A pesar de que esta descripción puede ser muy simplista, para términos prácticos se puede representar como se observa en la Figura 2. En esta se muestra que los microorganismos (bacterias, hongos, actinomicetos) presentes en el sustrato utilizan el nitrógeno (N) y el carbono (C) disponibles en este para sintetizar su propia biomasa. Además, se produce calor, gases como NH3 y CO2, vapor de agua, y la formación de materia orgánica estable denominada compost, (Nemet et al., 2021; Rastogi et al., 2020).

Figura 2

Esquema del proceso de compostaje aeróbico. Se utiliza: residuos orgánicos, presencia de oxígeno y agua (A), estos son necesarios para que los microorganismos descompongan el sustrato orgánico (B). Se liberan CO₂, H₂O y calor (C) y se genera compost que es beneficioso para el suelo (D).

Un compost bien elaborado puede ser considerado un abono orgánico que promueve diferentes beneficios en el suelo y en el desarrollo de las plantas. Sin embargo, para que este cumpla con estas funciones debe presentar una calidad agronómica adecuada (Bárcena et al. 2012; Domínguez Núñez 2015). Factores como la presencia de impurezas en la materia prima, composición, estabilidad de la materia orgánica (MO), y la posible presencia de contaminantes pueden alterar la calidad del compostaje (FAO, 2013; Garcia & Herran, 2014). Por ello, resulta imprescindible un análisis detallado del proceso de producción del compost y de los componentes que lo constituyen. A continuación, se detallan las etapas del proceso y las condiciones en las cuales se desarrolla.

1.1. Elaboración del compostaje

Para un buen compostaje se debe colocar capas de materiales de abono en la pila o contenedor, así como alternar entre materiales verdes (ricos en nitrógeno), como leguminosas que producen bacterias nitrificantes y materiales marrones (ricos en carbono) (Bhattacharya 2023).

En la mayoría de los casos, se usa 60% de aserrín, 30% de abono verde de y 10% de estiércol (Figura 3). Esto ayuda a mantener una proporción equilibrada de carbono y nitrógeno (25:1), que es esencial para la actividad microbiana (Azim et al., 2018; FAO, 2013; Ministerio de Agricultura y Ganadería, 2021). Es de suma importancia voltear o mezclar periódicamente el compost para airearlo y distribuir la humedad y los microorganismos de manera uniforme. El volteo se realiza según la temperatura del compost. Por lo general, se realiza después del segundo día del proceso de compostaje, cuando se haya alcanzada la temperatura límite de 75 °C (Nakasaki & Hirai, 2017).

Este proceso se divide en dos etapas: Descomposición y Maduración. La primera comprende tres fases (mesófila, termófila y de enfriamiento), durante las cuales, inicia con la oxidación de los compuestos orgánicos fácilmente degradables, seguido de la estabilización o descomposición de las moléculas orgánicas complejas (Nemet et al., 2021; Xie et al., 2023). Por otra parte, la segunda se caracteriza por la reorganización de la mat eria orgánica en moléculas estables y la conversión de una parte de la materia orgánica restante en sustancias húmicas (Sánchez et al. 2017; Azim et al. 2018; Hernández-Lara et al. 2022). En la Figura 4 se observa que en cada etapa y fase existe la participación de diversos grupos microbiológicos que son los responsables de conseguir un compostaje de calidad.

Figura 3

Proceso de la elaboración del compost.

1.2. Etapas del compostaje

Figura 4

Sucesión microbiana, Fuente: Moreno & Moral, 2008.

1.2.1. Etapa de descomposición

Esta etapa se caracteriza por ser un proceso biológico, donde los microorganismos metabolizan el material orgánico en sus componentes minerales y se transforma parcialmente en humus (Meena et al., 2021; Toleikiene et al., 2020; Wichuk & McCartney, 2010). Se compone de tres fases: una fase mesófila, con alta proliferación de la microbiota, una fase termófila en la que se produce una elevada tasa de biodegradación y la inhibición de organismos no termotolerantes y la fase de enfriamiento (Villar et al. 2016; Nikoloudakis et al. 2018).

Fase mesófila

El proceso de descomposición inicia con el crecimiento de microorganismos mesófilos como bacterias, hongos y actinomicetos que degradan azúcares solubles y almidones, formando ácidos orgánicos que disminuyen el pH (Villar et al. 2016; Bhattacharya 2023). Además, aumenta la temperatura hasta los 45°C por acción de la actividad metabólica microbiana (FAO, 2013; Liu et al., 2023). Se ha establecido que el rango de temperatura ideal es de 20 a 45°C y el pH debe ser inferior a 5.

Fase termófila

En esta fase se produce la descomposición de proteínas, grasas, celulosa y hemicelulosa mediante la acción de poblaciones mixtas de bacterias termófilas, actinomicetos y hongos que son tolerantes a altas temperaturas (Chen et al., 2011). Esta actividad microbiana da lugar al aumento de temperatura (45-65°C) y a la transformación de N en NH3 por lo que el pH aumenta (Azim et al., 2018; Nemet et al., 2021). Asimismo, en esta etapa el O2 se debe reponer mediante aireación pasiva, forzada o volteando la pila de compost (Chen et al., 2011).

Por otra parte, en la fase termófila se lleva a cabo una desinfección del material compostado, puesto que las temperaturas superiores a 50°C destruyen microorganismos patógenos y desactivan los virus comunes en los desechos orgánicos y semillas de malezas (Rivero, 2014; Soobhany et al., 2017). Sin embargo, si la temperatura excede los 70°C, los termófilos tienden a morir por el calor excesivo, incluso, temperaturas mayores a 90°C puede ocasionar que la pila de compost se incendie (Chen et al., 2011). Es importante recalcar que la temperatura ideal va desde los 45 hasta los 65°C y el pH debe estar entre 7.5 y 8.5.

Fase de enfriamiento

A medida que se agotan las fuentes de carbono y nitrógeno, se restablecen los microorganismos mesófilos, la temperatura disminuye por debajo de los 45°C y el pH se mantiene ligeramente alcalino (Xie et al., 2023). Durante esta etapa, se produce una degradación lenta y prolongada de la lignina y otros componentes resistentes (celulosa y la hemicelulosa) por acción de actinomicetos y hongos (Fig. 4) con capacidad de formar esporas (Rivero 2014; López-González et al. 2015; Hernández-Lara et al. 2022). En esta fase la temperatura debe ser inferior a 45°C y el pH debe ser cercano a la neutralidad (pH 7).

Finalmente, como consecuencia del desarrollo de estas fases se producen condiciones aeróbicas que junto a reacciones exotérmicas producen la desintegración de la mayor parte de los componentes orgánicos que se desencadena por acción de las enzimas producidas por los microorganismos (Nikoloudakis et al., 2018; Xie et al., 2023). Por ejemplo, la celulasa da lugar a la descomposición de la celulosa, la amilasa para los almidones y la proteasa para las proteínas (FAO, 2013; Lin et al., 2022; Nemet et al., 2021). El resultado de esta etapa ayuda a la liberación de nutrientes y al funcionamiento de la red alimentaria (Bhattacharya 2023).

1.2.2.

Etapa de maduración

En esta etapa la composta atraviesa un proceso biológico y químico crucial para convertirse en un producto estable, inocuo e inodoro (Xu et al., 2019; Zeng et al., 2009). Durante esta fase, la temperatura desciende (20-30ºC) y, por ende, se agota la materia orgánica fácilmente degradable y la materia orgánica más resistente, como la lignocelulosa, sufre una degradación lenta (Figura 4) (Xu et al., 2019). Además, se produce la polimerización y condensación de compuestos carbonados para la formación de sustancias húmicas (Garcia & Herran, 2014; Meena et al., 2021).

Las sustancias húmicas (HS) son un conjunto de polímeros de materiales orgánicos con diversos pesos moleculares y con la característica de ser altamente recalcitrantes (Kelleher & Simpson 2006). Las HS son altamente reactivas debido a que en su estructura tienen una infinidad de grupos funcionales (Liang et al. 2011). Estos han sido formados por las acciones de microorganismos y enzimas.

Entre las características que poseen estas sustancias se encuentran: aumentar la porosidad del suelo, mejorar la biodisponibilidad de nutrientes, la capacidad de retención de agua y suprimir varios fitopatógenos (Ao et al., 2024; Guo et al., 2019; Omoniyi et al., 2021).

Se distinguen varias clases de HS, no obstante, los más representativos son los ácidos

húmicos (AH) que son sustancias solubles en álcalis y precipitan en ácidos, tienen alto peso molecular con más carbono aromático; los ácidos fúlvicos (AF) solubles en álcalis y también en ácidos, de bajo peso molecular que contienen más carbonos alifáticos y grupos carboxílicos y, finalmente las sustancias hidrofílicas (Hy) que son sustancias solubles en agua (Gungor & Let, 2010; Li et al., 2017; Ming et al., 2023; van Zomeren & Comans, 2007).

La etapa de maduración es clave para mejorar la calidad de los productos del compost y superar las deficiencias del compostaje tradicional (Liu et al., 2023; Xie et al., 2023). El resultado son productos ricos en metabolitos microbianos y nutrientes vegetales, que pueden promover el crecimiento y desarrollo de las plantas, y además inhibir enfermedades. Por lo tanto, esta etapa permite obtener un compost de alta calidad que no presenta problemas de fitotoxicidad para ningún cultivo (Liu et al., 2023; Wang et al., 2014).

1.3. Factores que influyen

en el proceso de compostaje

Al ser un proceso biológico, los microorganismos juegan un papel crucial en el proceso de compostaje, por lo tanto, se deben tener en cuenta los factores que afectan el crecimiento y la reproducción de estos microorganismos (Meena et al. 2021). Generalmente se clasifican como parámetros internos y externos; entre los primeros se incluyen la relación carbono:nitrógeno (C:N), el contenido de humedad, el pH, el tamaño de las partículas del material y la temperatura (Azim et al. 2018; Bhattacharya 2023). Por otra parte, en los segundos se identifican la temperatura, la ventilación, el suministro de oxígeno, y dotación de energía (Tabla 1).

Tabla 1

Factores que influyen el compostaje y valores óptimos.

Fuente: Nemet et al., 2021;Ozores-Hampton et al., 2022; Xie et al., 2023

1.3.1. Parámetros internos

Relación C:N

La relación C:N es un parámetro que expresa las unidades de carbono (C) por unidades de nitrógeno (N) que contiene un sustrato (Guo et al. 2012). El carbono sirve como fuente de energía, mientras que el nitrógeno es esencial para la síntesis de proteínas, moléculas elementales y ácidos nucleicos (Rivero 2014). Su importancia radica sobre el impacto en la actividad microbiana y la calidad del producto final. Durante la fermentación aeróbica,

Los microorganismos consumen de 15 a 30 veces más carbono que nitrógeno (Tripetchkul et al. 2012; Khater 2015). Por tal motivo, la relación de C y N en el compost suele oscilar entre 25:1 y 35:1, según los materiales de origen y el tiempo de compostaje (Tripetchkul et al. 2012; Azim et al. 2014; Ozores-Hampton et al. 2022).

Una relación C:N superior a la recomendada (30:1) (Tabla 1) ralentiza el compostaje (Guo et al. 2012), especialmente para materiales con carbono recalcitrante y puede provocar una deficiencia de nutrientes en la comunidad microbiana debido a la acumulación excesiva de sustratos (Chroni et al., 2009; Voběrková et al., 2017; Zhang et al., 2014). Por otra parte, pueden provocar una pérdida lenta de carbono y la necesidad de correcciones para facilitar el compostaje (Azim et al. 2014). Es posible que sean necesarios ajustes, como la adición de sustancias ricas en nitrógeno para promover el compostaje (Trello 2022).

Por el contrario, proporciones bajas de C:N pueden dar lugar a un mayor contenido de nitrógeno por carbono degradable, lo que potencialmente conduce a la pérdida de nitrógeno en forma de amoníaco a través de la volatilización o nitratos por lixiviación (Rastogi et al. 2020). La relación inicial de C:N sirve como un indicador crucial para la calidad del compost, y sus desviaciones conducen a una posible fitotoxicidad o bloqueo biológico del nitrógeno (Tripetchkul et al. 2012). Además, este proceso puede provocar la liberación de compuestos indeseables, como olores y sales, que son desfavorables para el desarrollo de las plantas (Azim et al. 2018).

pH

El pH es una medida de la acidez o alcalinidad de una sustancia, que se expresa como la concentración de iones hidrógeno [H+]. En la escala de pH los valores menores a 7 son considerados ácidos y valores superiores a 7 son alcalinos o bases (Oshins & Miche, 2022). Este parámetro tiene influencia directa en el compostaje debido a su acción en la degradación de residuos y la actividad microbiana (Meena et al., 2021; Rivero, 2014; Wang et al., 2019). El rango de pH recomendado para el compostaje generalmente se encuentra entre 6.5 y 8.0. Sin embargo, existen rangos óptimos para el desarrollo de diferentes microorganismos. Para las bacterias está entre 6.0 y 7.5; mientras que los hongos está entre 5.5 y 8.0 (Tabla 2) (Azim et al., 2018; Nemet et al., 2021; Xie et al., 2023).

Tabla 2

Rango de pH para el crecimiento óptimo de los microorganismos en el compostaje

Esta variación de pH se debe a la actividad de descomposición en las diferentes fases del proceso de compostaje. En la fase mesófila, el pH es ácido porque se producen ácidos a partir de los residuos; en la fase termófila el pH es alcalino por la formación de amoniaco y en la fase de maduración, el pH se considera neutro, indicando la formación de humus (Sánchez et al. 2017; Hernández-Lara et al. 2022).

No obstante, si el pH presenta una valor más bajo de 7.0, el proceso de compostaje no

se considerada adecuado (Graziani et al., 2020; Nemet et al., 2021). Una disminución del pH durante el compostaje puede estar relacionada con la volatilización del NH3 y la nitrificación microbiana, lo que resulta en una mayor producción de CO2 (Figura 5) (He et al., 2023; Parihar & Choudhary, 2022). Por otro lado, un pH superior a 9.0, provoca la alcalinización de la masa de compost, lo que dificulta la supervivencia de microorganismos (Adams, 2008; Nemet et al., 2021).

Figura 5

Variación del pH durante el proceso de compostaje.

Humedad

La variación en el contenido de humedad durante el compostaje está influenciada por factores como la temperatura, la ventilación, y la actividad microbiana (Khater 2015; Garrett 2021). Mantener niveles óptimos de humedad es crucial, ya que tanto los valores bajos como los altos pueden alterar la actividad microbiana, la tasa de absorción de oxígeno, la temperatura y los niveles de porosidad (Rivero 2014). El rango de humedad se encuentra alrededor del 50% al 60% (v/p), adaptado a la composición de la materia prima, con un espacio poroso ocupado por aire entre 30 y 36% (Makan et al. 2013).

Existe una relación inversa entre el contenido de humedad y la temperatura, ya que la temperatura aumenta a medida que disminuye el contenido de humedad. Las temperaturas elevadas dan como resultado una mayor evaporación, lo que lleva a disminuir el contenido de humedad (<40%), provocando que las actividades de la vida microbiana sean limitadas y a una tasa reducida de descomposición de la MO (Figura 6) (Lin et al., 2022; Wichuk & McCartney, 2010). En consecuencia, es necesario volver a humedecer las pilas de tratamiento para mantener condiciones de humedad adecuadas y garantizar el funcionamiento adecuado de la microbiota residual (Goldan et al. 2023).

Figura 6 Relación entre el contenido de humedad y la temperatura en el compostaje.

Al contrario, un contenido de humedad elevado (>70%) causa que la pila de compostaje sea relativamente densa, afectando la circulación del aire volviendo el ambiente anaerobio. Como resultado ocurre una producción de Compuestos Orgánicos Volátiles (COV) y la generación de olores, lo que podría detener el procedimiento de compostaje (Figura 6) (Ozores et al., 2022; Wichuk & McCartney, 2010).

Tamaño de la partícula

El tamaño de las partículas en una masa de compost desempeña un papel crucial para garantizar niveles adecuados de porosidad, facilitar una aireación adecuada y regular el intercambio gaseoso (Vigneswaran et al. 2016). Triturar y picar los residuos en trozos más pequeños contribuye a lograr un tamaño de partícula adecuado, proporcionando más superficie para la actividad microbiana durante el compostaje y entrega como resultado una degradación más rápida (Rivero 2014). El rango ideal del tamaño de las partículas se encuentra entre 1-5 cm, lo que proporciona condiciones físicas y químicas adecuadas para la bioactividad durante el proceso de compostaje (Michel et al. 2022; Xie et al. 2023).

La elección del tamaño de partícula es una consideración crítica para equilibrar los beneficios de una mayor actividad microbiana y una degradación más rápida frente al riesgo de compactación y condiciones anaeróbicas (Michel et al. 2022). Partículas de tamaños excesivamente pequeños pueden provocar una compactación inicial de la materia prima (Figura 7) (Guo et al., 2019; Mendoza & Espinoza, 2017; Oshins & Miche, 2022). Mientras que las partículas de gran tamaño disminuyen el área de contacto para los microorganismos. Esto, sumado a la formación de bolsas de aire que aíslan térmicamente la matriz, disminuye la temperatura y ralentiza el proceso de descomposición (Garrett 2021).

Figura 7. Efecto del tamaño y la forma de las partículas en la porosidad. Fuente: Michel et al., 2022.

Carbono orgánico total (TOC)

El Carbono Orgánico Total (TOC) es un parámetro que indica la cantidad de carbono presente en los residuos orgánicos obtenidos desde el compostaje. Generalmente el TOC constituye el 90% del carbono total, este varía dependiendo de la materia prima utilizada, donde los residuos agrícolas contienen entre 20-30%, los residuos domésticos entre 2550% y los biosólidos entre 30-40% (Naeem et al. 2022; Ming et al. 2023). Se ha determinado que el valor más bajo de TOC (16.6%) corresponde al estiércol de ganado y el valor más alto (23.9%) se obtuvo desde el compost de residuos agrícolas como los residuos de plantas de caña de azúcar (Yousif Abdellah et al. 2022; Aydın Temel 2023; Ming et al. 2023).

Sin embargo, el contenido de TOC disminuye durante el compostaje a causa de la degradación de los sustratos por acción de los microorganismos, lo que lleva a su mineralización como CO2. Cuando el proceso de compostaje tiene una mala aireación, se libera metano (CH4) en la fase termófila, representando menos del 2% del TOC inicial (Sánchez et al. 2017; Indoria et al. 2018; Hernández-Lara et al. 2022). En el caso de una oxidación incompleta del Carbono, causa la emisión de ácidos grasos volátiles, esto ocurre en la fase mesófila y representan menos del 10% del TOC y contribuyen a disminuir el pH (Khater 2015; Indoria et al. 2018; Ming et al. 2023).

1.3.2. Parámetros externos

Aireación

Es el proceso de suministro y circulación controlada de oxígeno, con el objetivo de mantener condiciones aeróbicas óptimas. Es un aspecto crítico del compostaje que regula procesos biológicos, temperatura, humedad y la eliminación del exceso de CO2 (Mendoza & Espinoza, 2017). Para un compostaje deseable es necesario mantener una concentración de oxígeno entre 15 y 20%, así se mantiene la dinámica microbiana y el control de temperatura (Malinowski 2021). Una aireación suficiente, particularmente en las primeras etapas, reduce el tiempo del proceso, promueve la transformación completa del carbono en dióxido de carbono, y minimiza las emisiones de metano (Huzairi et al. 2012; Williams et al. 2019; Garrett 2021).

La aireación excesiva puede provocar un compostaje deficiente, porque afecta la temperatura y baja el nivel de humedad. Esto último debido al proceso de evaporación, el cual reduce las tasas de descomposición de los residuos (Sánchez et al. 2017; Meena et al. 2021). Una tasa de aireación más alta durante el compostaje de residuos puede moderar la relación C:N, reducir la generación de NH3 y minimizar la liberación de olores, sin embargo, puede afectar negativamente la madurez del compost (Makan et al. 2013; Meena et al. 2021; Ozores-Hampton et al. 2022).

Al contrario, bajas tasas de aireación dan como resultado una degradación orgánica más lenta, una producción reducida de NH3 y una disminución significativa de la temperatura, la humedad y la pérdida de calor, lo que afecta a las poblaciones microbianas (Anusha et al. 2021; Lin et al. 2022). Para evitar tanto la aireación excesiva como las bajas tasas, el desarrollo de técnicas adicionales para garantizar una adecuada aireación es crucial. Por ejemplo, la mezcla diaria con volteo mecánico o el uso de aireación forzada y aireación pasiva (Figura 8), han mostrado resultados positivos en la mejora de la calidad del compost para diversos materiales de desecho (Makan et al. 2013).

Figura 8

Sistemas de aireación en el proceso de compostaje. La aireación pasiva utiliza tubos perforados para permitir el flujo natural de aire a través del compost (A). La aireación forzada emplea ventiladores para inyectar o extraer aire, acelerando la descomposición (B). El volteo mecánico usa maquinaria para mezclar el compost, mejorando la oxigenación y uniformidad (C).

Temperatura

La temperatura es un factor crucial que influye en el crecimiento y la actividad metabólica de las comunidades microbianas dentro de las masas de compost (Chen et al. 2011a). Además, es un indicador de la tasa de degradación de la materia prima, monitoreando en si todo el proceso de fermentación (Tripetchkul et al. 2012; Azim et al. 2018). La temperatura varía según la fase de compostaje, tomando en cada una un rango óptimo (Figura 9). La fase mesófila, donde inicia la descomposición, alcanza temperaturas de hasta 45°C. En la fase termófila, puede llegar hasta los 65°C. y en la fase de enfriamiento, descender gradualmente hasta los 45°C. Finalmente, en la fase de maduración, el compost se estabiliza a temperatura ambiente, entre 20 y 30°C, completando así su transformación.

Figura 9

Cambio de temperatura en el proceso de compostaje. Fuente: Nikoloudakis et al., (2018)

Una temperatura alta durante la fase termófila (45-65°C) se asocia con una mayor degradación microbiana de polisacáridos, proteínas y grasas (Guo et al., 2019). Además, cuanto antes se produzca esta fase, antes se degradarán y estabilizarán las materias orgánicas (Rivero, 2014; Sun et al., 2022). Es por ello, necesario garantizar que el compost maduro no contenga patógenos vegetales ni humanos. Es así que, la fase termófila es el factor determinante para la destrucción del patógeno y la eficiencia está relacionada con el tiempo de exposición (Tabla 3) (Adegoke et al. 2016).

Tabla 3

Temperatura y tiempos necesaria para la eliminación de patógenos.

Fuente: Adegoke et al., 2016; Jones y Martin, 2003.Microbiología del compostaje

La población microbiana, tanto nativa como introducida, desempeña un papel fundamental en la regulación y el funcionamiento del ecosistema edáfico durante el compostaje (Bolan et al. 2022; Aguilar-Paredes et al. 2023; Bhattacharya 2023). Sus actividades contribuyen la degradación controlada de la materia orgánica, la disponibilidad de nutrientes, regulación del ciclo biogeoquímico de elementos esenciales, control de patógenos, degradación de contaminantes, e incluso la mitigación de las emisiones de gases de efecto invernadero (GEI). Para ello, el desarrollo adecuado de la microbiota de la composta dependen de la biodisponibilidad de nutrientes minerales (N, P, K, Mg, S, Ca, Zn, Cu, Co, Fe) (Sumiyati et al. 2022; Agrawal et al. 2023).

Los microorganismos pueden variar entre hongos, actinomicetos, bacterias y en menor proporción, levaduras y protozoos, siendo esta población la que cambia continuamente durante el proceso (Rivero, 2014; Sun et al., 2022). Dentro de los géneros de microorganismos predominantes se encuentran: Trichoderma, Bacillus, Nitrosomonas, Nitrobacter, Azotobacter, Azospirilum, Bacteromycetes, Pseudomonas y Aspergillus, quienes favorecen un proceso activo de degradación acelerada de los materiales orgánicos y contribuyen a la producción de un compost de alta calidad (García et al., 2023; Nemet et al., 2021) (Tabla 6). El diverso conjunto de microorganismos involucrados puede influir positiva o negativa en el proceso de compostaje.

La producción enzimática específica de los microorganismos individuales desempeña un papel importante en la descomposición de la MO (Tabla 4). Las cualidades de producción de enzimas permiten a los microorganismos degradar compuestos orgánicos complejos

y luego absorber los compuestos más simples en sus células (Villar et al. 2016; Azim et al. 2018). Además, las enzimas presentes en cada grupo catalizan reacciones en las que se oxidan azúcares, almidones, proteínas y otros compuestos orgánicos (HernándezLara et al. 2022; Lin et al. 2022). Entre los principales grupos de microrganismos con esta propiedad se encuentran Trichoderma, Bacillus, Nitrosomonas, Nitrobacter, Azotobacter, Azospirilum, Bacteromycetes, Pseudomonas y Aspergillus (Bhattacharya 2023; García et al. 2023; Xie et al. 2023).

De este modo, cada comunidad microbiana genera diversas enzimas termoestables (proteasas, celulasas, hemicelulasas y modificadoras de lignina), considerándose factores clave que promueven y aceleran los procesos bioquímicos implicados en la descomposición progresiva de la materia orgánica (Cotta et al. 2023; Finore et al. 2023). Además, la actividad enzimática se puede utilizar para evaluar el nivel de actividad microbiana en una muestra de compost.

Tabla 4

Enzimas producidas por los microorganismos presentes en el compostaje.

1.3.3. Microorganismos benéficos

El conjunto de microorganismos involucrados en el compostaje pueden considerarse benéficos cuando son capaces de transformar la materia orgánica en presencia de oxígeno, degradar compuestos contaminantes y presentar actividad antagónica contra patógenos

Fuente: (Li et al. 2018; Rios et al. 2018; Raza et al. 2021; Finore et al. 2023)

(Chroni et al. 2009; Bhattacharya 2023). Entre los microorganismos benéficos durante el proceso de compostaje destacan las bacterias, hongos y actinomicetos (Figura 10).

Figura 10

Principales géneros de microorganismos beneficiosos en el proceso de compostaje. Fuente: Bhattacharya, 2023.

Las bacterias son los microorganismos más abundantes en el proceso de compostaje, se caracterizan por tener una gran versatilidad metabólica y participan en las diferentes fases dependiendo de sus requerimientos de temperatura (psicrófilas, mesófilas y termófilas) (Hernández-Lara vet al. 2022). En la fase mesófila, se han identificado especies de los géneros Bacillus, Pseudomonas, Arthrobacter y Alicaligenes donde se encargan de la descomposición de azúcares y proteínas simples (Jurado et al., 2014). A medida que la temperatura aumenta durante el proceso, colonizan las termófilas como Bacillus subtilis, Geobacillus stearothermophilus y Bacillus licheniformis que proliferan y degradan materiales más resistentes, como la celulosa, lignina y grasas (He et al., 2023; Lu et al., 2021; Xu et al., 2022). Su actividad en la fase de descomposición, permite la eliminación de patógenos (Wichuk & McCartney, 2010).

Los hongos tienen la capacidad de utilizar diferentes sustratos de carbono como fuentes de alimento y sobrevivir en condiciones de baja concentración de nitrógeno. Tienen alta producción de enzimas extracelulares que permiten la degradación de sustratos recalcitrantes (Hernández-Lara et al. 2022). La mayoría de los hongos son mesófilos con una temperatura óptima de trabajo que varía entre 25 y 30°C y aunque pueden crecer en amplios rangos de pH, prefieren un medio más ácido (Aguilar-Paredes et al. 2023). Los hongos del filo Ascomycota son los más dominantes, seguidos por los Basidiomycota, y el subfilo Mucoromycotina (Huzairi et al., 2012; Mori et al., 2016). Los géneros predominantes son: Aspergillus, Penicillium, Fusarium, Trichoderma y Chaetomonium (Garcia y Herran, 2014).

Los actinomicetos se caracterizan por su estructura con hifas ramificadas, los cuales secretan enzimas como amilasas, lipasas y celulasas, que facilitan la degradación de la lignina. Además, son fijadores de nitrógeno, capaces de romper los enlaces de los átomos de nitrógeno orgánico y producir antibióticos naturales que pueden suprimir patógenos en el compost (Javed et al., 2021; Wang et al., 2022). Entre los más destacados se encuentran Streptomyces, Micromonospora, Thermoactinomyces, Norcardia, Microbispora, Micromonospora, Actinomyces, Actinoplanes y Streptosporangium (Aguilar-Paredes et al., 2023; Cuesta et al., 2012; Nemet et al., 2021). Estos microorganismos, en conjunto, mejoran el proceso de compostaje al promover la transformación de la materia orgánica,

degradar los contaminantes y ejercer efectos antagónicos contra los patógenos dañinos.

1.3.4.

Microorganismos perjudiciales

En el proceso de compostaje, los microorganismos patógenos pueden estar presentes en los residuos orgánicos iniciales o propagados mediante el ineficiente proceso. Esto representa un riesgo para la salud humana, animal y vegetal si no son eliminados adecuadamente. Entre los patógenos perjudiciales se encuentran bacterias, hongos, virus y parásitos que afectan negativamente causando enfermedades. La supervivencia de patógenos en el compostaje se debe a temperaturas desiguales, mezcla inadecuada, contaminación cruzada, lixiviados y adición de material fresco (Rivero 2014; Soobhany et al. 2017; De Corato 2020). Estos factores impiden la eliminación efectiva de patógenos, resaltando la importancia de un manejo adecuado del compostaje.

Patógenos de humanos y animales

Algunos patógenos como Salmonella, Escherichia coli, Listeria monocytogenes (Figura 11) y Clostridium difficile pueden persistir durante el compostaje y, si están presentes en cantidades suficientes, representan un riesgo para los seres humanos y los animales (Sunar et al. 2014; De Corato 2020). Esto es especialmente preocupante en el caso del compost derivado de materiales como estiércol, desechos de alimentos o biosólidos (Storino et al., 2016). Uno de los patógenos más peligrosos es Escherichia coli, porque puede persistir en el compost y representar un riesgo para la salud humana.

Figura 11

Microorganismos patógenos presentes en el compostaje. Fuente: Gestema, 2021.

Bacterias como E. coli, presente en estiércol bovino, sobrevive a temperaturas superiores a 50°C por fallas en la rotación del compost y periodos cortos de compostaje (Soobhany 2018). Algunas cepas mutantes de Salmonella spp. pueden encontrarse en estiércol y restos de alimentos, estas soportan temperaturas entre 42 y 54 °C y su proliferación depende de la humedad, nutrientes o microbiota viable (Aguilar-Paredes et al., 2023; Nakasaki & Hirai, 2017). La Unión Europea (UE), en su reglamento exige la ausencia de Salmonella spp. en 25 gramos de abono, menos de 103 unidades formadoras de colonias de E. coli por gramo de material (NMPg-1) y la ausencia de virus entéricos, debido al riesgo de enfermedades en humanos (Regulation EU 2019).

Patógenos vegetales

Los fitopatógenos constituyen un riesgo importante para la sanidad de los cultivos, porque ocasionan enfermedades como, marchitamiento pre y post-emergente, marchitamiento vascular y pudriciones de raíz, cuello y corona (Wang et al., 2022). Estas patologías se atribuyen a la acción de hongos (Rhizoctonia solani, Sclerotium spp., Fusarium sp. y Verticillium sp.), oomicetos (Pythium sp. y Phytophthora spp.) y bacterias (Ralstonia solanacearum, Pectobacterium carotovorum) que pueden persistir en los residuos vegetales mal compostados (Suárez-Estrella et al. 2013; Lutz et al. 2020). Los oomicetos Pythium spp. y Phytophthora spp. provocan enfermedades de pudrición radicular y vascular (Figura 12). Pythium spp. afecta principalmente a plántulas en su fase temprana, mientras que Phytophthora spp. es conocido por causar la devastadora “tizón tardío” en cultivos como papa y tomate (Neher et al. 2021).

Figura 12

Pythium, patógeno del suelo generalista. Vista microscópica de Pythium spp (A). Afecta a todo tipo de plantas y provoca marchitamiento fúngico, podredumbres y crecimiento reducido (B). Fuente: Biobest, 2020; Clemson University –USDA, 2018.

Los fitopatógenos pueden afectar la salud de los cultivos al causar enfermedades que varían desde marchitamientos hasta pudriciones. El hongo Rhizoctonia solani es un patógeno del suelo que causa el “damping-off”, es decir, ataca varios cultivos en las fases iniciales (Lamichhane et al. 2017). Microrganismos como el Fusarium spp., y el Fusarium oxysporum, causan la “marchitez por fusarium”, y el Verticillium spp. es responsable del marchitamiento vascular en gramíneas y cereales (Al-Askar et al. 2015; De Corato et al. 2016). Bacterias como Ralstonia solanacearum, Pectobacterium carotovorum, y Pseudomonas syringae son responsables de enfermedades vasculares y pudriciones en diversos cultivos (Neher et al. 2021).

Toxinas provenientes de microorganismos

El compost puede tener trazas de moléculas tóxicas para las plantas y alergénicas para los seres humanos, estas son producto de metabolitos secundarios generados por los patógenos y otros microorganismos que habitan las pilas de compostaje (Domingo & Nadal 2009). Las bacterias son capaces de generar endotoxinas, mientras que los hongos producen micotoxinas, siendo las más relevantes las aflatoxinas (Domingo & Nadal 2009). Para reducir y mitigar las toxinas se deben seguir prácticas adecuadas de compostaje. Esto incluye mantener el equilibrio adecuado de carbono y nitrógeno, garantizar niveles adecuados de aireación y humedad y alcanzar temperaturas que puedan matar eficazmente los patógenos (De Corato 2020; Ozores-Hampton et al. 2022).

1.3.5. Eliminación de patógenos

Si bien la mayoría de los patógenos se inactivan con el calor generado durante el compostaje, es probable que algunos microorganismos sobrevivan o vuelvan a crecer (Adegoke et al., 2016; Lutz et al., 2020; Wang et al., 2019). Por ello, la actividad de los microorganismos benéficos puede inactivar patógenos al producir compuestos antimicrobianos. Los ácidos volátiles son eficaces contra bacterias y virus al atacar su envoltura y su genoma (AbdelRahman et al. 2016; Storino et al. 2016; Hernández-Lara et al. 2022). Compuestos como el amoníaco (NH3) afectan a la mayoría de los patógenos, incluidos los huevos de Ascaris, y los virus ssRNA (Lepesteur 2022). Entre los agentes de biocontrol se encuentran varios tipos de microorganismos benéficos (Tabla 5).

Tabla 5

Microorganismos benéficos que suprimen los patógenos en el proceso de compostaje.

1.4. Compostaje y tipos de residuos

El compost es un producto versátil derivado de una amplia gama de materias primas que suelen ser de origen vegetal o animal (Villar et al. 2016). La mayor parte está ocupada por sustratos vegetales, y los componentes animales y microbianos están ocupados por

fracciones más pequeñas en la mezcla de compost (Díaz et al. 2021). El tipo de compostaje está definido por los tipos de residuos, incluyendo materiales vegetales de campos agrícolas, desechos animales (estiércol), desechos sólidos municipales, desechos de jardín (recortes de jardines y parques), desechos de alimentos domésticos y comerciales, y biosólidos provenientes del procesamiento de aguas residuales industriales (Chatterjee et al. 2013; Xiao et al. 2017).

1.4.1. Residuos agrícolas

Son desechos orgánicos procedentes de una cosecha o por una labor agrícola. Están integrados por varios componentes como tallos, fibras, cutículas, cáscaras, bagazos, rastrojos, restos de podas y frutas (Figura 13). Suelen contener altos niveles de lignocelulosa, incluida la lignina, la celulosa y la hemicelulosa. Dado que estos componentes son bastante recalcitrantes, su degradación suele ser el principal factor que limita la eficiencia del compostaje (Ao et al., 2024; Wang et al., 2019).

Figura 13

Diferentes tipos de residuos agrícolas utilizados para compostar. Fuente: Rai et al., 2021.

Los residuos podrían ser clasificados en dos categorías. La primera se define como desechos agrícolas verdes, estos son caracterizados por contener cantidades apreciables de N, P, micronutrientes y tiene relaciones C:N bajas (Tabla 6) (Wichuk & McCartney, 2010). La segunda categoría son los residuos marrones entre ellas materias primas como el heno y las hojas secas de las plantas. Estos tienen altas relaciones C:N (Agrawal et al., 2023; Rai et al., 2021; Rivero, 2014). Generalmente, el compost elaborado a partir de residuos agrícolas suele contener N: 26.8 g/kg, P: 0.36 g/kg, y K: 0.42 g/kg con un 90% de materia orgánica, aunque esto varía según el tipo de residuo vegetal (Tabla 6) (Garrett 2021; Xie et al. 2023).

Tabla 6

Contenido nutricional de residuos agrícolas

Fuente: Howeler, 2017; Indoria et al., 2018.

Los residuos agrícolas verdes permiten aumentar la porosidad del suelo y a la vez suministran energía para la actividad microbiana (Garrett, 2021; Xie et al., 2023). Son considerados materias primas limpias con una adecuada descomposición y con poco riesgo de olor. Sin embargo, es importante que los residuos agrícolas se conviertan en abono a temperaturas termófilas. La mayoría de los subproductos agrícolas contienen patógenos vegetales, semillas de malezas y, en algunos casos, residuos de pesticidas (De Corato et al., 2016; Rynk & Schwarz, 2022).

1.4.2. Residuos sólidos domésticos

Son todos aquellos desechos sólidos generados por las actividades domésticas como la cocina y la jardinería, representan alrededor del 30% de todos los residuos orgánicos (Machhar et al. 2022). Entre los residuos ricos en nitrógeno (verdes) se encuentras los restos de frutas y verduras, recortes de césped, bolsas de té, cáscaras de huevo (trituradas) y residuos ricos en carbono (marrones) tales como hojas secas, papel triturado, astillas y cartón triturado (Tabla 7) (Storino et al. 2016; Indoria et al. 2018). El componente alimentario de este tipo de residuo presenta, de forma general, un contenido de humedad de 60 a 80%, donde el compost a partir del mismo, contiene 88% de materia orgánica, 9.6 g/ kg de N total, 0.11 g/kg de P y 0.76 g/kg de K y se descompone rápidamente (Parihar & Choudhary, 2022; Rynk & Schwarz, 2022).

Tabla 7

Contenido nutricional de residuos domésticos.

Fuente: Indoria et al., 2018

1.4.3. Residuos sólidos municipales (RSU)

Son desechos sólidos generados en las actividades de los comercios, industrias, instituciones y eventos (Rastogi et al. 2020). El compostaje de este tipo de residuos contribuye a la protección de la degradación ambiental, el ahorro de área de vertedero y el costo de la incineración. El uso de compost de RSU es limitado ya que generalmente es pobre en nutrientes esenciales para las plantas y los cultivos no responden a su adición exclusiva (Tabla 8) (Sultana et al. 2021). Los residuos provenientes de la actividad industrial tienen concentraciones de metales pesados en los compost. Debido a que, generalmente son producidos a partir de desechos mixtos y flujos de desechos industriales (Barrena et al. 2014; Villar et al. 2016).

Dentro de este tipo de residuos se encuentran los lodos de depuradora (biosólidos) que son la acumulación de biomasa microbiana y otros sólidos orgánicos generados en las plantas de tratamiento de aguas residuales y contienen una gran proporción de MO y son ricos en nitrógeno (2-7%) (Tabla 8), y presentan un contenido de humedad de 70% a 85% (Li et al., 2017; Rynk & Schwarz, 2022). El compostaje de biosólidos requiere de dos a cuatro volúmenes de enmienda seca por volumen de biosólidos para utilizarse potencialmente como modificadores del suelo y fertilizantes (Garbowski et al. 2023). Los RSU pueden presentar efectos tóxicos en los organismos y una potencial de acumulación en la cadena alimentaria (Barrena et al. 2014; Villar et al. 2016). La biodisponibilidad de los metales pesados puede cambiar con el tipo y madurez del compost (Barrena et al., 2014; El Fels et al., 2014).

Tabla 8

Contenido nutricional de residuos sólidos municipales.

Fuente: Indoria et al., 2018; Markos et al., 2021; Sultana et al., 2021

1.5. Sistemas de compostaje

Hay varias alternativas disponibles, como compostaje en pilas estáticas aireadas, compostaje en hileras y compostaje en contenedores. Para seleccionar la mejor opción se debe optar por aquella que mejor se adapte a las características del espacio, los recursos, los tipos de sustratos y las necesidades particulares (Tabla 9) (Ozores-Hampton et al. 2022).

Tabla 9

Uso de sistemas de compostaje de distintos tipos de residuos orgánicos.

Residuo orgánico

Estiércol de ganado/cerdo

Sólidos digeridos de planta de biogás

Residuos de plantas de tomate

Residuos agrícolas

Lodos de depuradora secos

Residuos de cocina y jardín

Residuos de alimentos y verduras

Fuente: Lim et al., 2016.

1.5.1. Compostaje en contenedores

Sistema de compostaje

Pila/Contenedor

Contenedor cilíndrico

Pila

Pila estática

Hilera

Contenedor

Hilera

Son recipientes cerrados que se caracterizan por retener el calor y optimizar las condiciones de compostaje. Dentro del contenedor se pueden tratar grandes cantidades de residuos de todo tipo como desechos de comida, recortes de jardín, estiércol animal y sólidos municipales, ocupando un espacio reducido (Figura 14) (FAO, 2013; Garcia & Herran, 2014). Este tipo de sistema permite tener un control sobre parámetros como, la temperatura dentro de un rango óptimo entre 50-65°C, la circulación de aire entre 15-20% y la humedad entre 50-60%, favoreciendo la descomposición, la reducción de olores y el riesgo de plagas (FAO, 2013; Garcia y Herran, 2014; Singh et al., 2016).

Se puede utilizar contenedores de plástico, de madera y reactores aeróbicos. Los contenedores de plástico tienen una altura aproximada de 1 m y 60 cm de diámetro, con capacidad de 250 L, utilizados para el bricolaje y jardinería. Los contenedores de madera presentan una altura de 1.5-2m. Los reactores aeróbicos están disponibles en diferentes tamaños, desde 60 a 80L para uso doméstico hasta de más de 1000L para uso industrial (De Corato et al., 2016; Markos et al., 2021; Moller y Surco, 2022).

Figura 14

Sistema de compostaje basado en un contenedor. El material grueso corresponde a partículas de 5 cm y el material fino corresponde a partículas de 1cm. Fuente: Biohbac, (2020).

1.5.2. Pilas

Son montones de material orgánico que se colocan en el suelo sin un recipiente estructural específico (Figura 15). Este sistema permite el compostaje de grandes volúmenes de residuos y es común en aplicaciones agrícolas e industriales. Por lo general, tienen una altura de 2-5m y aproximadamente 3m de ancho (FAO, 2013; Michel et al., 2022).

Para este sistema se emplea astillas de madera con el propósito de regular la porosidad del compost; posteriormente, se separa este material de carga mediante un proceso de tamizado del compost. Para lograr un rendimiento óptimo, es necesario mantener una temperatura de al menos 55°C y garantizar un suministro de oxígeno para el proceso biológico a través de un sistema de ventilación pasiva o forzada. De esta forma, se elimina la necesidad del volteo manual o mecánico (Garrett 2021). Este método ayuda a reducir los sólidos volátiles, eliminar patógenos y controlar eficazmente los olores (Ozores-Hampton et al. 2022).

1.5.3. Compostaje en tambor rotativo

El tambor rotativo es un recipiente cilíndrico horizontal que permite una lenta mezcla de los componentes a compostar mediante una rotación (Michel et al. 2022). Las materias primas se agregan en un extremo y el compost se retira en el extremo opuesto. La aireación forzada es común, pero no siempre se utiliza para tambores pequeños (Figura 16) (Michel et al. 2022). Se utilizan para procesar residuos sólidos urbanos (RSU), estiércol, restos animales, poda y residuos orgánicos separados en origen (Kalamdhad y Kazmi, 2009). Los tambores suelen tener entre 200 y 500L de capacidad para uso doméstico o pequeño comercial, mientras que los sistemas industriales pueden alcanzar volúmenes mucho mayores (Bhatia et al., 2013; Sudharsan Varma y Kalamdhad, 2015). Los tambores industriales pueden alcanzar diámetros de 3-4m y longitudes de hasta 40m, con una capacidad de 45 toneladas diarias y un tiempo de residencia de 3-5 días (Michel et al. 2022).

Figura 15

Sistema de compostaje basado en una pila. Fuente: Biohbac, (2020).

El tambor rotativo proporciona altas temperaturas, agitación y contención, lo que acelera la descomposición y facilita la reducción rápida de patógenos (Coronado-Reyes et al. 2022). Aunque el compost requiere etapas adicionales para alcanzar la estabilidad, el material descargado tras 3 días presenta un grado avanzado de descomposición, siendo menos húmedo y más fácil de tamizar. Gracias a ello, los tambores rotatorios son eficaces en la conversión rápida de residuos que puede seguir madurando en hileras o sistemas de aireación forzada (FAO, 2013; Joo et al., 2015).

Figura 16

Sistema de compostaje basado en un tambor rotativo. Fuente: Michel et al., 2022

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2. Uso de microorganismos benéficos en el compostaje

La inoculación de microorganismos es una práctica sustentable y ampliamente utilizada en el compostaje. Esta tiene como objetivo mejorar la eficiencia del proceso y la calidad del producto final, tanto en términos de estabilidad como de contenido nutritivo (Li et al., 2019; Van Fan et al., 2017). La introducción de poblaciones microbianas ya sea individualmente o en consorcios, representa un enfoque prometedor. Estos inóculos son seleccionados por sus capacidades enzimáticas que les permite actuar en la descomposición de la materia orgánica (MO), la optimización de la humificación, la supresión de patógenos y de mejorar la salud del suelo (Huang et al., 2015; Manea et al., 2024; Sun et al., 2022; Xu et al., 2019).

El uso de microorganismos depende de la meta que se desea alcanzar en el compostaje. Si la meta es mejorar la biodegradación de compuestos recalcitrantes y acortar el tiempo del compostaje, se emplean especies de hongos como, Trichoderma spp., Trichoderma viride o Aspergillus niger, conocidos por su capacidad de descomponer celulosa y lignina (De Corato et al., 2016; Voběrková et al., 2017; Zin & Badaluddin, 2020). Si la meta es optimizar la retención de nitrógeno y favorecer la formación de compuestos estables, se introducen bacterias nitrificantes y fijadoras de nitrógeno, como Azotobacter o Rhizobium (Maeda et al., 2011; Sun et al., 2020).

En cambio, si la meta es el control biológico de patógenos, se introducen microorganismos antagonistas como Bacillus y Pseudomonas, ya que promueven la supresión de enfermedades (Bhattacharya, 2023; Jurado et al., 2015; Malinowski, 2021; Wang et al., 2020). En los siguientes ítems se detallan características de microrganismos benéficos como: bacterias, hongos, actinomicetos y microalgas, sus principales beneficios e incluso sus limitaciones.

2.1. Bacterias

La inoculación de bacterias presenta múltiples beneficios en el proceso de compostaje (Figura 17). Las ventajas van desde la rápida descomposición de compuestos orgánicos simples y complejos en las primeras etapas del compostaje, particularmente en la fase mesófila y termófila hasta la supresión de patógenos (Robledo-Mahón et al. 2020).

Funciones de las bacterias en el proceso de compostaje. Fuente: Brey, (2023).

Figura 17

Una de las funciones principales de las bacterias es la intervención en el ciclo del C, S y N, ya que retienen los nutrientes mientras descomponen la materia orgánica compleja en sustancias más simples (Lowenfels & Lewis, 2021). La acción de sus enzimas puede transformar materiales como carbohidratos, proteínas y grasas en moléculas más pequeñas que otros microorganismos (Sun et al., 2022). Las bacterias tienen mayor tolerancia térmica, por lo que dominan en el proceso de compostaje, especialmente en la fase termófila (Hernández-Lara et al. 2022). Los filos bacterianos dominantes durante este proceso son: Firmicutes, Actinobacteria, Proteobacteria, Bacteroidetes, y Cloroflexi (Aguilar-Paredes et al. 2023). Cada uno de ellos cumple una función en la mineralización y descomposición de materia orgánica que sucede a lo largo del compostaje (Tabla 10).

Tabla 10

Filos bacterianos dominantes en el proceso de compostaje.

Entre los siete filos dominantes existe uno que se le puede considerar como uno de los principales, el filo Firmicutes. Este filo es un conjunto de bacterias Gram positivas, formadoras de esporas, anaerobios obligados y con forma de coco o de bastón, cuyas funciones principales son, la producción de análogos directos de las hormonas vegetales, la degradación de compuestos complejos como la cafeína, los alcaloides, los fenoles, y el control del desarrollo de patógenos vegetales (Figura 18) (Hashmi et al., 2020; Jurado et al., 2014; Li et al., 2018)

Figura 18

Roles multifacéticos del género Firmicutes en el compostaje.

En el grupo Firmicutes se destacan los géneros Bacillus, por su capacidad de producir enzimas termoestables como proteasas, celulasas y enzimas modificadoras de lignina, las cuales son indispensables durante la degradación de la MO (Manea et al. 2024). Además, estimulan la acumulación de NH4+‐N, NO3 ‐N y nitrógeno total (TN), eliminan patógenos y genes de resistencia a antibióticos (ARG) como fluoroquinolonas, nucleósidos y nitroimidazol (Maeda et al. 2011; Cao et al. 2024). Es así como, la adición de Bacillus megatherium puede promover el proceso de oxidación de NH3 y reducir su emisión. En cambio, Bacillus subtilis (Figura 19), reduce la mineralización durante las etapas de enfriamiento y maduración del compostaje enriqueciendo así los contenidos de carbono orgánico total (TOC) y sustancias húmicas (Duan et al. 2020; Hernández-Lara et al. 2022)0.5%, 1%, and 2% w/w compost.

Figura 19

Cultivo de Bacillus subtilis. Colonia de bacterias cultivadas en agar sangre (A). Tinción Gram (+) evidenciando las bacterias en forma de bacilo (B). Fuente: Duan et al., (2020).

Algunas bacterias tienen la capacidad de inmovilizar metales pesados, evitando que se filtren al medio ambiente. Este proceso implica la unión de metales pesados a las superficies de las células bacterianas o la formación de complejos insolubles (Robledo-Mahón et al. 2020). Especies bacterianas como Pseudomonas y Enterobacter, son conocidas por su capacidad de unión a metales (Kapahi & Sachdeva, 2019). Las superficies de las células bacterianas a menudo contienen grupos funcionales (carboxilo, amino, fosfato) que pueden unirse con iones de metales pesados (Chatterjee et al. 2013).

2.2. Hongos

Los hongos son organismos eucariotas que carecen de clorofila y tejido vascular, presentan estructuras especializadas para la formación de esporas, algunos forman relaciones simbióticas con plantas y animales (Naranjo-Ortiz & Gabaldón, 2019). Los hongos, sin duda, pueden desempeñar un rol crucial en el proceso de compostaje, contribuyendo a la descomposición de la materia orgánica, la disponibilidad de nutrientes y el control biológico de patógenos (Lu et al. 2022). Algunas redes simbióticas pueden crecer en condiciones ambientales muy severas y también pueden mejorar la estabilidad de las redes bacterianas (Wichuk & McCartney, 2010). A continuación, se describen algunos tipos de hongos relevantes en este proceso, destacando sus funciones específicas.

Los hongos inoculados desempeñan un papel clave, al poseer la capacidad de producir una gran cantidad de enzimas extracelulares. Especies como, Penicillium vinaceum y Eupenicillium hirayama presentan fuertes actividades enzimáticas en la producción de celulasa, lacasa, lipasa, proteasa, amilasa y quitinasa (Ameen & Al-Homaidan, 2021). También los hongos producen compuestos aromáticos ricos en grupos carbonilo, y carboxilo. Toda esta maquinaria metabólica les permite descomponer diferentes compuestos poliméricos como la celulosa, carboximetilcelulosa, hemicelulosa, xilano y arabinoxilano (HernándezLara et al., 2022; López-González et al., 2015; Robledo-Mahón et al., 2020).

Algunos hongos tienen la capacidad de inmovilizar los metales pesados como Cadmio (Cd), Plomo (Pb) y Cromo (Cr). Por ejemplo, Pleurotus sp. y Klebsiella oxytoca han demostrado que pueden disminuir la biodisponibilidad de estos metales presentes en las pilas de compostaje (Aguilar-Paredes et al., 2023; Hernández-Lara et al., 2022; Kapahi & Sachdeva, 2019). De esta manera reducen la absorción por la planta y potencial tóxico de estos elementos y sus consecuencias para el desarrollo vegetal como para la salud humana.

La especie Phanerochaete chrysosporium, por su parte, promueve la degradación continua de la lignina, al aumentar la abundancia relativa de Talaromyces y Coprinopsis, mejora el reciclaje de nitrógeno orgánico a inorgánico y la humificación es más intensa y temprana (Huang et al., 2015; Tyagi et al., 2014; Voběrková et al., 2017). Las pruebas de fitotoxicidad (índices de germinación, IG) realizadas a esta especie, demostraron que su introducción es segura para su aplicación al suelo (Jurado et al., 2015). En cambio, otras especies de hongos micorrízicos (HMA) como Glomus fasciculatum y el no patógeno Pythium oligandrum permiten a las plantas acceder a los nutrientes del compost, mejorando la entrega de nutrientes y aumentando el rendimiento de los cultivos (80–89% N y P) (Hernández-Lara et al., 2022; Zhang et al., 2014).

La presencia de hongos inoculantes como, Trametes versicolor y Fomes fomentarius, conduce a una mayor tasa de degradación y un mejor grado de madurez, aumentando la

producción de enzimas, especialmente deshidrogenasa y proteasa (Voběrková et al. 2017; Machado et al. 2020). La actividad de la proteasa, que está estrechamente relacionada con el ciclo del nitrógeno y cataliza la hidrólisis de las proteínas, permite aumentar la degradación de sustratos al comienzo del proceso. Esto probablemente se deba a la adecuada disponibilidad de oligopéptidos y polipéptidos en la mezcla inicial (Voběrková et al. 2017).

Un hongo catalogado como importante es Trichoderma harzianum (Figura 20). Se categoriza como hongo descomponedor por tener naturaleza saprófita, por lo que su función es aportar MO especialmente en el proceso de provisión de compost (Islam et al. 2014; Thaha et al. 2020). Se ha demostrado que la inoculación de este hongo permite acelerar el proceso de compostaje debido a su capacidad para producir enzimas que pueden degradar celulosa, hemicelulosa y lignina (Organo et al., 2022). El producto obtenido, gracias a la capacidad descomponedora de este hongo, proporciona una gran fuente de nutrientes como N (0.91%), P (2.13%) y K (6.68%) y mejora la acidez del suelo y la conductividad eléctrica (50.40 μS/cm) (Organo et al., 2022; Siddiquee et al., 2017).

Figura 20

Cultivo de Trichoderma harzianum. Cultivo de hongo en una placa de Petri con crecimiento esporulado y zonas de diferente densidad micelial (A). Micrografía muestra la estructura filamentosa del hongo, incluyendo hifas septadas y esporas en desarrollo (B). Fuente: Acosta-Suárez et al., (2013); Silva et al., (2023)

Otras especies como, P. vinaceum y E. hirayama mejoran el contenido de MO en el compost en rangos de 33 a 36%. También aumentan el contenido y biodisponibilidad de N en un promedio de 5% (Aguilar-Paredes et al., 2023; Ameen & Al-Homaidan, 2021). Consecuentemente, estos hongos modifican la capacidad fertilizante de una pila de compost haciéndola más apta para su aplicación en cultivos.

2.3. Actinomicetos

Los actinomicetos son organismos procariotas que crecen en condiciones de pH de 6 a 8, alta temperatura o estrés hídrico. Morfológicamente, se parecen a los hongos debido a sus células alargadas que se ramifican en filamentos o hifas (Pepper & Gentry, 2015). Sin embargo, son bacterias filamentosas que intervienen en la descomposición de los materiales resistentes en el compost, como fenoles, taninos, celulosa y lignina. Se destacan los géneros de Micromonospora, Streptomyces y Actinomyces capaces de producir hormonas y enzimas especializadas en la protección de la salud de las plantas, en particular contra plagas de insectos y patógenos (Aguilar-Paredes et al. 2023). Presentan múltiples beneficios como, la fijación de nitrógeno, incremento de la

biodisponibilidad de minerales (P, K y Zn), la quelación de Hierro (Fe) y la secreción de hormonas de crecimiento vegetal (auxina) (Gopalakrishnan et al. 2020). Una de las principales ventajas del uso de estos inoculantes radica en su capacidad para secretar enzimas extracelulares que podrían hidrolizar la lignocelulosa y solubilizar sus monómeros básicos para un mayor metabolismo (Cuesta et al. 2012; Gaspar et al. 2022). Además, degradan materiales difíciles de descomponer, como la celulosa y la quitina, y también son activos a niveles altos de pH (Gaspar et al., 2022; Jurado et al., 2014; Robledo-Mahón et al., 2020). Entre las enzimas principales se incluye: manganeso peroxidasa, lignina peroxidasa y lacasas, que pueden degradar la lignina y una amplia variedad de compuestos aromáticos (Cuesta et al. 2012).

Dentro de este grupo, se destacan los actinomicetos termoestables, por ejemplo, Streptomyces sp. y Actinobacteria bacterium. Se caracterizan porque aceleran la degradación de celulosa y aumentan el contenido de sustancias húmicas, lo cual permite el secuestro de carbono y la reducción de gases de efecto invernadero (Zhao et al. 2017). Otros géneros como, Streptomyces (Figura 21), o el Microbacterium, y el Thermobifida, poseen la capacidad de solubilizar el fosfato. El fósforo (P) es un elemento esencial para el desarrollo de las plantas. En la naturaleza, las formas inorgánicas y orgánicas de P disponibles en el suelo no son asimiladas por las plantas. Para hacerlas accesibles, estos microorganismos pueden solubilizar fosfatos inorgánicos produciendo ácidos de bajo peso molecular (Meenakshi et al., 2024; Robledo-Mahón et al., 2020; Silva et al., 2022).

Figura 21

Streptomyces. Morfología de Streptomyces cultivado en agar almidón caseína (A). Tinción de Gram donde se evidencia que corresponde a una Gram positiva y ácido-alcohol negativa (B). Fuente: Gopalakrishnan et al., 2020.

2.4. Microalgas

Las microalgas son un grupo de microorganismos fotosintéticos unicelulares que viven en ambientes terrestres y acuáticos, incluyendo agua dulce y salada. Las microalgas pueden ser tanto procariotas como eucariotas, y pueden crecer rápidamente en hábitats con condiciones fotoautotróficas. Se clasifican como Chlorophyceae (algas verdes), Cyanophyceae (algas verdeazuladas), Chrysophyceae (algas doradas), Rhodophyceae (algas rojas), Phaeophyceae (algas pardas) y Bacillariophyceae (diatomeas) (Prasanna et al. 2015; Alvarez et al. 2021; Moreno Osorio et al. 2021). Dentro de las algas verdes destacan, Chlorella sp., Chlorococcum sp., Pseudokirchneriella subcapitata, Scenedesmus sp., Coelastrum sp. y Nannochloropsis gaditana y las especies principales de las algas azules son Spirulina platensis, Microcystis aeruginosa y Synechocystis salina (Alvarez et al., 2021; Kong et al., 2024).

Entre las funciones biológicas que estos microorganismos pueden cumplir, se enumeran la fijación biológica del N, roles en el ciclo del P, síntesis de fitohormonas, la formación

de asociaciones simbióticas con raíces, biocontrol y la estabilización del suelo (Figura 22) (Alvarez et al. 2021). Además, tienen un gran potencial para mejorar el contenido de C orgánico del suelo mediante la asimilación del CO2 y N2, proporcionando un mejor ambiente edáfico a las plantas y a la microbiota normal asociada (Prasanna et al. 2013; Díaz-Pérez et al. 2023).

Asimismo, actúan como remediadores de metales pesados mediante el mecanismo de adsorción, donde no solo genera radicales libres para eliminar estos contaminantes, sino que también promueve la síntesis de antioxidantes como glutatión reductasa, superóxido dismutasa (SOD), peroxidasa, ascorbato peroxidasa y catalasa (Coronado-Reyes et al. 2022; Díaz-Pérez et al. 2023). Esto es gracias a los componentes de la pared celular que poseen estos organismos, constituida de proteínas orgánicas, polisacáridos, lípidos, péptidos y exopolisacáridos, con varios grupos funcionales para unir metales pesados (Song et al. 2022).

Figura 22

Mecanismos beneficiosos de las microalgas para el mejoramiento del compostaje. Fuente: Alvarez et al., (2021).

Por otro lado, las cianobacterias, un grupo diverso de microalgas, se consideran biofertilizantes debido a su capacidad para fijar nitrógeno y solubilizar fósforo inmovilizado. Las cianobacterias prosperan en la rizósfera, formando asociaciones simbióticas con plantas, favoreciendo condiciones con poca luz, alta disponibilidad de P, pH neutro a ligeramente alcalino y temperaturas de 30 a 35°C (Singh et al. 2016).

Dentro del grupo de las cianobacterias se destaca Anabaena sp., una cianobacteria filamentosa que forma estructuras multicelulares y tiene la capacidad de fijar N2 gracias a la presencia de heterocistos especializados (Prasanna et al., 2015; Wang & Husain, 2015). Además, ha demostrado tener una correlación positiva con la actividad fungicida, lo que sugiere que puede ser útil en la protección biológica de las plantas contra patógenos, por ejemplo, contra el marchitamiento por Fusarium, un hongo fitopatógeno común que afecta a plantas de tomate (Wang & Husain, 2015). La integración del cultivo de microalgas con compost se considera una técnica potencial, ofreciendo un enfoque sostenible para mejorar la fertilidad del suelo y el crecimiento de las plantas (Prasanna et al. 2013).

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3. Obtención de microorganismos potenciales para el compostaje

La obtención de microorganismos es un paso fundamental para su inoculación en el compostaje. En este capítulo se detallan diversas metodologías que permiten llevar a cabo la inoculación de microorganismos efectivos para mejorar la calidad del compostaje.

3.1. Bioprospección

La bioprospección microbiana es la búsqueda de microorganismos en diferentes ambientes naturales, incluidos aquellos sometidos a condiciones extremas (Nabil et al. 2022). Su función principal radica en encontrar especies o genotipos de microrganismos potencialmente capaces de cumplir con diversas funciones ecológicas. Lo que se pretende con la bioprospección es encontrar organismos que presenten nuevas rutas metabólicas, producción de enzimas con capacidad de degradar compuestos, y productos catalizados. Al utilizar estos inóculos, se enriquece el compost y se convierte en un producto óptimo para la agricultura sostenible (Becker & Wittmann, 2020; Nambisan, 2017).

Este proceso de bioprospección manejado técnicamente incluye diversos pasos que van desde la identificación de zonas geográficas, toma de las muestras, identificación, aislamiento, métodos de cultivo, la evaluación de la actividad y su implementación en el ámbito agrícola o industrial (Figura 23) (Mgbechidinma et al. 2024). El paso final sería llegar a inocularlos en un sistema de compostaje que pueda, en cierta medida contribuir a la agricultura sostenible.

Figura 23

Proceso de bioprospección para la obtención de microorganismos benéficos para el proceso de compostaje.

-Antonie van Leewenhoek (1680)

3.1.1.

Identificación de la zona geográfica de estudio

Es el primer paso en la bioprospección, debido a que la diversidad y las propiedades únicas de cada ecosistema influyen directamente en el tipo y la funcionalidad de los microorganismos que se pueden encontrar. Los beneficios derivados de la bioprospección se han originado a partir de una diversidad tan extensa de organismos y ecosistemas a nivel global como, bosques nativos o no perturbados, fincas agrícolas, remanentes boscosos o inclusive zonas urbanas, estiércol, y cuerpos de agua (Figura 24) (Al-Dhabi et al., 2019; Gowen & Fong, 2011; Nambisan, 2017). Comprenden una gama inesperada de productos, incluyendo compuestos bioactivos, genes de interés, rutas metabólicas, estructuras moleculares, materiales innovadores y patrones conductuales adaptativos (AlDhabi et al. 2019; Nabil et al. 2022).

Figura 24

Mapa global de áreas clave para la bioprospección, destacando hábitats ricos en biodiversidad con potencial para descubrimientos científicos e industriales.

Una de las principales zonas de identificación de microorganismos son los bosques no perturbados, puesto que albergan una biodiversidad microbiana rica y poco explorada, debido a su aislamiento y al bajo impacto humano. Estos microorganismos suelen presentar adaptaciones únicas y pueden producir compuestos bioactivos de alto valor, tales como antibióticos, anti fúngicos, y antioxidantes (Gowen & Fong, 2011; Nambisan, 2017). Los ecosistemas acuáticos como ríos y lagos también son hábitats de microorganismos con adaptaciones a condiciones de humedad y, en muchos casos, a niveles extremos de pH, salinidad o temperatura. Los compuestos bioactivos de estos organismos incluyen enzimas termoestables, halotolerantes y con un elevado potencial de aplicación en industrias como la alimentaria, farmacéutica y biotecnológica (Davidson & Niepa, 2022; Nambisan, 2017; Nawy, 2017).

3.2. Métodos de cultivo de microorganismos

Para el cultivo de microorganismos se utilizan técnicas dependientes de cultivo como la técnica de enriquecimiento. Esta técnica se define como un cultivo in vitro donde se trata

de replicar las condiciones ambientales y los recursos de un nicho ecológico en el que habita el microorganismo/s de interés para favorecer su crecimiento selectivo (Davidson & Niepa, 2022; Franco-Duarte et al., 2019). Para evitar sesgos en esta técnica, se recomienda realizar diluciones de la muestra a analizar previo al enriquecimiento. Esto permite eliminar los microorganismos indeseados que presentan un crecimiento rápido, permitiendo el desarrollo de otros más lentos (Madigan et al. 2015).

Por otro lado, se destaca la técnica de aislamiento que se define como un cultivo axénico o denominado cultivo puro, el cual se basa en el crecimiento de una sola clase de microorganismos. Esta técnica se puede llevar a cabo mediante la siembra en placa por estrías, la dilución en agar y la dilución en líquido (Madigan et al. 2015; Hanišáková et al. 2022).

De este modo, se destacan los medios de cultivo óptimos para cada tipo de microorganismo. Estos son geles o líquidos diseñados para el entorno natural donde comúnmente se desarrollan los actinomicetos, bacterias y hongos. Los caldos nutritivos y las placas de agar son los medios de crecimiento más habituales para los microorganismos. Sin embargo, algunos requieren medios especiales para su crecimiento (Tabla 11).

Tabla 11

Medios de cultivo utilizados para el crecimiento de los diferentes microorganismos.

Fuente: Homthong et al., 2016; Ismail et al., 2021; Kheiralla et al., 2013; Meenakshi et al., 2024.

Dentro de los caldos nutritivos, se desataca el Agar Triptona Soja (TSA), un medio para el aislamiento y cultivo de microrganismos exigentes y poco exigentes. El medio presenta un pH de 7.3 ± 0.2 a 25°C, contiene digestos enzimáticos de caseína y soja, que aportan aminoácidos y otras sustancias nitrogenadas, y el cloruro de sodio (NaCl) que mantiene el equilibrio osmótico, lo que lo convierte en un medio nutritivo para una variedad de organismos como Bacillus subtilis, Aspergillus brasiliensis, y Pseudomona aeruginosa (Merck KGaA 2018; Valadão et al. 2023).

Por otra parte, se encuentra el Agar Nutriente, medio general para el crecimiento de bacterias, contiene extracto de levadura que proporciona compuesto de N, C y vitaminas. Tiene un pH de 5.5 ± 0.2 a 25°C (Saffari et al. 2017; Ismail et al. 2021).

Para el aislamiento y cultivo de hongos, actinomicetos y levaduras, se utiliza el agar Dextrosa Sabouraud (SDA), que presenta un pH de 5.6 ± 0.2 a 25°C (Scognamiglio et al. 2010; Mentese et al. 2017). Este medio aísla selectivamente hongos de muestras ambientales como el aire y el suelo, mantiene cultivos fúngicos puros y cultiva hongos para distinguir e identificar diferentes especies. En este medio, la peptona aporta compuestos nitrogenados y la dextrosa es la fuente de energía.

Un medio alternativo es el Agar Papa Dextrosa (PDA), medio de cultivo ampliamente utilizado en microbiología para el aislamiento, cultivo y mantenimiento de hongos filamentosos y levaduras (Scognamiglio et al. 2010; Mentese et al. 2017). Presenta un pH de 5.6 ± 0.2, ligeramente ácido, inhibiendo el crecimiento de bacterias. Permite el estudio de la morfología colonial, la producción de esporas y la investigación en biocontrol (Homthong et al., 2016; Mentese et al., 2017).

En el caso de los actinomicetos, se lleva a cabo en medios selectivos mediante técnicas de dilución seriada y siembra en diferentes tipos de medios tales como: Agar AlmidónCaseína, Agar Glucosa-Levadura, agar para aislamiento de actinomicetos y Agar Vitamina-Carbón suplementado con cantidades considerables de agentes antibacterianos y antifúngicos (Cuesta et al. 2012; Al-Dhabi et al. 2019; Gopalakrishnan et al. 2020). Aún más específico, para el aislamiento de actinomicetos del suelo de montaña, se hace uso del Agar vitamina-Ácido Húmico con pH variado, donde el ácido húmico sirve como fuente de carbono y nitrógeno para el crecimiento de microorganismos (Braz et al. 2009; Aksoy et al. 2012; Meenakshi et al. 2024).

3.3.

Métodos de identificación

Existen diversos métodos para la identificación de microorganismos, que van desde la microscopia hasta la secuenciación de ADN. La microscopía sirve para la caracterización de los microorganismos, mientras que, la secuenciación de ADN es utilizada para medir la biodiversidad y su potencial metabólico mediante técnicas moleculares.

3.3.1. Microscopía

Esta técnica permite la identificación de los microorganismos mediante la observación de sus características morfológicas y para organismos en estado viable pero no cultivable (VBNC) en una muestra natural. El resultado de la microscopia permite la visualización de la forma, la motilidad y su clasificación (Franco-Duarte et al. 2019). En general se utiliza los tipos de tinción (Tabla 12).

Tabla 12

Tipos de tinción para la identificación de los microorganismos.

Para bacterias se utiliza la prueba de Tinción de Gram que proporciona la identificación y clasificación de bacterias mediante su visualización (Figura 25). El resultado de este método diferencia a las Gram positivas que se tiñen de color púrpura y las Gram negativas de color rosa (Becerra et al., 2016; Smith & Hussey, 2016).

Además, la forma, la disposición y el tamaño del organismo pueden proporcionar más información para ayudar a identificar el organismo. Las formas comunes que se ven en la tinción de Gram incluyen cocos, que se parecen a esferas; bacilos, que se parecen a bastoncillos; o cocobacilos, que son una combinación de los dos. Los cocos pueden estar dispuestos en patrones, como racimos o cadenas (Madigan et al., 2015; Smith & Hussey, 2016; Villar et al., 2016).

Figura 25

Proceso de Tinción de Gram para la identificación de bacterias.

Otro método es la tinción diferencial, que se usa para la identificación y clasificación de mico bacterias y actinomicetos, donde las bacterias ácido resistentes conservan el colorante primario (rosa o rojo) y los microorganismos restantes son decolorados por el

ácido y toman el color azul (Figura 26) (Cuesta et al. 2012; Madigan et al. 2015; Meenakshi et al. 2024).

Figura 26

Proceso de Tinción Diferencial para la identificación de actinomicetos y hongos. Fuente: Madigan et al. 2015.

3.3.2. Técnicas moleculares

El uso de herramientas como la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR) y secuenciación de ADN permite la identificación de microorganismos a nivel genético (Tabla 13) (Madigan et al. 2015).

Tabla 13

Técnicas moleculares para la identificación de los microorganismos.

Fuente: Rath et al., (2022)

Reacción en cadena de la polimerasa (PCR)

Es una técnica de amplificación de ácidos nucleicos que se utiliza para desnaturalizar y renaturalizar segmentos cortos de secuencias de ácido desoxirribonucleico (ADN) o ácido ribonucleico (ARN) utilizando la enzima ADN polimerasa I, y un aislado de Thermus aquaticus, conocido como ADN Taq (Madigan et al. 2015; Saffari et al. 2017; Franco-Duarte et al. 2019). El procedimiento se detalla en la Figura 27. Durante cada ciclo de amplificación la cantidad de ADN diana original se duplica, lo que provoca un aumento exponencial en el ADN. En la práctica se realizan normalmente de 20 a 30 ciclos, lo que produce un aumento en la secuencia diana de 106 a 109 veces (Madigan et al. 2015).

Figura 27

Proceso de la Reacción en Cadena de la Polimerasa (PCR).

La técnica PCR permite amplificar el gen de la subunidad menor ribosomal (SSU) rRNA que proporcionan información filogenética, facilitando la identificación de microorganismos difíciles de cultivar por los métodos convencionales (Madigan et al. 2015). Además, se puede hacer uso de genes que codifican enzimas con funciones metabólicas únicas para una especie o un grupo de especies (Tabla 14).

Tabla 14

Genes de uso frecuente para evaluar procesos microbianos específicos usando PCR.

Fuente: Madigan et al., (2015).

Electroforesis en gel en gradiente desnaturalizante (DGGE)

Es una técnica utilizada para separar fragmentos de ADN de igual tamaño, pero con diferentes secuencias de bases que emplea un gel que contiene un gradiente de sustancias desnaturalizantes, como urea y formamida, afectando la estabilidad del ADN (Aydin et al., 2015; Wang et al., 2011). A medida que los fragmentos de ADN migran a través del gel, aquellos con diferentes secuencias de bases se desnaturalizan a diferentes puntos del gradiente, lo que resulta en la separación de los fragmentos (Figura 28) (Aydin et al. 2015).

Figura 28

Proceso de electroforesis en gel en gradiente desnaturalizante para la identificación de microorganismos. Fuente: Aydin et al., (2015).

Secuenciación

Es una técnica general de laboratorio empleado para identificar con precisión la secuencia de nucleótidos, o bases, en una molécula de ADN. Esta secuencia de bases (A: adenina, T: timina, C: citosina y G: guanina) contiene la información biológica esencial para el desarrollo y funcionamiento celular (Adams, 2025), además, permite la comparación con regiones homólogas lo que permite inferir relaciones en estudios filogenéticos (Simpson 2010).

La secuenciación de Sanger es un método de primera generación donde la secuencia se determina mediante la producción de copias del ADN original de cadena sencilla con la intervención de la enzima ADN polimerasa, que añade trifosfatos de desoxirribonucleótidos (Figura 29). Además, utiliza didesoxinucleótidos marcados con fluorescencia que terminan la cadena de ADN durante la síntesis (Madigan et al., 2015; Park & Kim, 2016).

La Secuenciación de Next Generation (NGS) es una técnica molecular que se basa en la secuenciación de ácidos nucleicos y la detección de mutaciones. Se destaca debido a la capacidad de secuenciar miles de genes o el genoma completo en un periodo de tiempo corto. Además, no requiere un procedimiento de clonación bacteriana (Figura 30). Permite secuenciar comunidades microbianas completas mediante estudios metagenómicos (Park & Kim, 2016; Qin, 2019).

Figura 29

Proceso de la Secuenciación de Sanger. Fuente: Park & Kim, (2016).

Figura 30

Proceso de Secuenciación de Next Generation. Fuente: Park & Kim, (2016).

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4. Inoculación de microorganismos benéficos en el compostaje

La inoculación de microrganismos en el compostaje puede activar la biodegradación de la materia orgánica, acelerar la mineralización, incrementar la actividad de las enzimas microbianas y mejorar la calidad del compost (Kannan & Kallapiran, 2023; Xu et al., 2019).

En la Tabla 15, se observa algunos de los microorganismos que normalmente son utilizados para mejorar el proceso de compostaje.

Tabla 15

Efectos positivos en cultivos al hacer uso de inóculos microbianos en el proceso de compostaje.

Fuente: Aguilar-Paredes et al., (2023).

Para evitar la competencia entre la inoculación y los microorganismos nativos, se debe agregar el inóculo microbiano en la primera etapa, segunda etapa o en múltiples etapas del proceso de compostaje (Liu et al., 2023; Xi et al., 2015). Además, se ha afirmado que la mejor manera de resolver el problema de la competencia con los microorganismos nativos de la pila de compostaje es agregar un consorcio microbiano (Li et al., 2018; Rastogi et al., 2020).

En las siguientes secciones, se abordan la inoculación de diferentes tipos de actinomicetos, hongos, bacterias y la producción de enzimas. Si bien se definen las condiciones óptimas para la inoculación, también se establecen los tipos de enzimas producidas por estos organismos, las cuales desempeñan un papel clave en la degradación de la MO. Además, se explorarán los usos potenciales en la mejora del compost, así como la fase del compostaje en la que su inoculación resulta más efectiva.

INOCULACIÓN DE ACTINOMICETOS

4.1. Inoculación de actinomicetos

4.1.1. Streptomyces griseoruben

Es una bacteria Gram positiva perteneciente a la familia Streptomycetaceae, conocida por su capacidad de producir esporas aéreas y de sintetizar diversos compuestos bioactivos, como antibióticos y enzimas hidrolíticas (Suárez-Estrella et al. 2013; De Corato et al. 2016). Su crecimiento se caracteriza por la producción de un micelio filamentoso y pigmentos que pueden ser de color gris o rosado (Kotrbová et al. 2022).

Clasificación taxonómica

Reino Bacteria

Filo Actinomycetota

Clase Actinomycetes

Orden Kitasatosporales

Familia Streptomycetaceae

Género Streptomyces

Especie Streptomyces griseorubens

ID: 66897, NCBI.

Producción de enzimas

Los actinomicetos pertenecientes al género Streptomyces se caracterizan por la producción de antibióticos, compuestos bioactivos y enzimas extracelulares útiles para las industrias agrícolas, biotecnológicas y farmacéuticas (Beroigui & Errachidi, 2023). Entre ellos, se

encuentra Streptomyces griseorubens que se destaca por la fabricación de enzimas degradadoras de la pared celular tales como: celulosa, hemicelulasa, quitinasa y xilasa (Tabla 16) (Prasad et al. 2013; Rashad et al. 2017). Estas enzimas inhiben la acción de los microorganismos patógenos, intervienen en el ciclo de nutrientes, promueven el crecimiento de las plantas y están involucrados en la degradación primaria de la MO (Ayswaria et al. 2020; Al Hamad et al. 2021).

Tabla 16

Enzimas secretadas por el actinomiceto Streptomyces griseorubens.

Beneficios para el compostaje

La inoculación de S. griseorubens activa la producción de enzimas como CMCase, xilanasa y lignina peroxidasa, logrando mayores tasas de degradación de la MO, aumenta la temperatura de compostaje permitiendo una mejor desactivación de los patógenos presentes, obteniendo así, altos índices de maduración y elevado contenido de N, P y K en el producto final (Beroigui & Errachidi, 2023; Chi et al., 2020; Feng et al., 2021).

En cuanto a la influencia en la microbiota del suelo, se ha evidenciado que aumenta la abundancia relativa de Actinobacteria en la fase termófila y Firmicutes en fases de enfriamiento y maduración (Cuesta et al. 2012). A nivel de género, aumenta la abundancia de bacterias degradadoras de MO como Virgibacillus y hongos degradadores de lignocelulosa como Chaetomium y Melanocarpus; así mismo, disminuye la abundancia de hongos patógenos como Geosmithia y Acremonium (Chi et al. 2020; Feng et al. 2021).

Además, se destaca su potencial antifúngico contra Rhizoctonia solani (agente causal de la pudrición radicular en algunos cultivos) por la actividad proteolítica. También ha sido demostrado que estos microorganismos controlan Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici, causante de la enfermedad del marchitamiento por Fusarium del tomate (Al-Askar et al. 2015).

Fase de inoculación en el compostaje

La inoculación de S. griseorubens se recomienda en la fase de termófila del proceso de compostaje, que es la etapa en la que se alcanzan temperaturas elevadas (generalmente entre 45-65°C). Durante esta fase, la actividad enzimática se ve que alcanza su máximo rendimiento, y la temperatura facilita la descomposición acelerada de compuestos complejos (Feng et al. 2021).

Condiciones de cultivo

Para el aislamiento de S. griseorubens de la rizósfera del suelo se utiliza la técnica estándar de placa de dilución seriada en Agar Almidón-Caseína (SCA) en un pH neutro de 7 a 30 °C en un agitador rotatorio (160 rpm) durante 5 días. Posteriormente, las colonias purificadas de actinomicetos se deben mantener en el medio del Proyecto Internacional Streptomyces (ISP-2) (Beroigui & Errachidi, 2023; Meenakshi et al., 2024).

EJEMPLO 1

INOCULACIÓN DE HONGOS

4.2. Inoculación de hongos

4.2.1. Acremonium alternarum

Es un hongo filamentoso que pertenece al filo Ascomycota y es conocido por su capacidad para colonizar residuos vegetales en descomposición. Este hongo produce conidios pequeños y esporas que se propagan fácilmente en el aire. Puede desempeñar un papel en la degradación de materia orgánica (Feng et al., 2021; Li et al., 2018).

Clasificación taxonómica

• Producción de enzimas

Reino Fungi

Filo Ascomycota

Clase Sordariomycetes

Orden Hypocreales

Familia Hypocreaceae

Género Acremonium

Especie

Acremonium alternatum

ID: 45275, NCBI.

A. alternatum se caracteriza por la producción de celulasas, pectinasas y quitinasas (Tabla 17), importantes para descomponer celulosa y otros polisacáridos complejos presentes en los restos vegetales (Fujii et al., 2009; Li et al., 2018).

Tabla 17

Enzimas secretadas por el hongo Acremonium alternatum

Beneficios en el compostaje

A. alternatum permite una rápida y eficiente descomposición de celulosa y pectina en las fases iniciales (mesófila y termófila) del compostaje, debido a la mejora en la actividad enzimática, tales como: celulasa (15-19.8%), ureasa (2.3-71.4%) y polifenol (0.3-28.4%) (Li et al., 2018; Zhang et al., 2014). Esto da como resultado una optimización en la reducción de la duración de la etapa de maduración y aumenta el contenido de nutrientes.

La presencia de A. alternatum promueve la diversidad de la comunidad bacteriana de los géneros Firmicutes, Bacillus, Acinetobacter, Pseudomonas y Phormidium, mejorando la calidad y la eficiencia del compostaje, por ende, aumenta la estabilidad de los productos húmicos (Li et al., 2018; Xu et al., 2022).

Además, actúa como un agente potencial de biocontrol contra diversas plagas y fitopatógenos, donde se incluye las larvas de la polilla dorso de diamante, el mildiú polvoroso y Plasmodiophora brassicae (Suárez-Estrella et al. 2013; Berková et al. 2024). Por otra parte, se ha determinado que el género Acremonium se destaca por promover la tolerancia a la sal, debido a que da lugar a la señalización del ácido abscísico, lo que lleva a niveles reducidos de ROS, mejorando la fotosíntesis (Berková et al. 2024).

Fase de inoculación en el compostaje

Para la obtención de un compost de calidad, A. alternatum se debe inocular en la fase inicial (mesófila) del proceso de compostaje ya que ayuda a iniciar la descomposición de compuestos complejos y permite una transición más rápida hacia las posteriores fases. La inoculación da lugar a una mejor mineralización durante la fase termófila, lo que a su vez puede incrementar la temperatura, favoreciendo a la eliminación de patógenos y degradación de la materia recalcitrante (Cho et al. 2009; Suárez-Estrella et al. 2013)

Condiciones de cultivo

El hongo A. alternatum se puede aislar a partir de suelos y residuos vegetales en descomposición. Su cultivo se realiza comúnmente en medios de agar Sabouraud o agar extracto de malta, incubándose a temperaturas de 20–25°C. Las condiciones óptimas para la producción enzimática de este hongo incluyen temperaturas de 25–30°C y un pH cercano a 6, en presencia de fuentes de celulosa (Patil et al. 2015).

Para evaluar la funcionalidad de las enzimas extracelulares, se debe cultivar los aislados en agar papa dextrosa (PDA) durante un periodo de 6 a 7 días a 25°C. Después de la incubación, se puede colocar tapones de micelio de 5 mm en medios sólidos específicos para medir la actividad enzimática de las amilasas, proteasas, celulasas y lipasas, que reflejan la capacidad del hongo para degradar diferentes compuestos orgánicos (Berková et al. 2024).

4.2.2. Aspergillus awamori

Es un hongo filamentoso de la familia Aspergillaceae, conocido por su capacidad para producir enzimas amilolíticas y proteolíticas, como la amilasa y la proteasa, que son útiles en la industria de alimentos y bebidas (Sharma et al. 2014; Mostafa et al. 2024). Este organismo también se utiliza en procesos de fermentación debido a su eficiencia en la producción de ácidos (Mostafa et al. 2024).

Clasificación taxonómica

Producción de enzimas

ID: 105351, NCBI

A. awamori es conocido por su capacidad de secretar una amplia gama de enzimas hidrolíticas y oxidativas que desempeñan un papel esencial en la descomposición de los componentes lignocelulosos presentes en los residuos vegetales. Entre las enzimas más destacadas se encuentran la asparaginasa, hemicelulasa, celulasa, proteasa y xilanasa (Islam et al. 2014; Health Canada 2019).

En el caso de las hemicelulasas, existen diversas enzimas responsables de la degradación de la hemicelulosa. Por ejemplo, las xilanasas actúan despolimerizando el xilano, mientras que la β-mananasa (EC 3.2.1.78) y la β-manosidasa (EC 3.2.1.25) son responsables de la ruptura de la cadena principal del polímero de glucomanano (Teixeira et al. 2010; Mostafa et al. 2024). Las enzimas del sistema xilanolítico tienen la capacidad de eliminar el recubrimiento de hemicelulosa de las microfibrillas de celulosa y disminuir la barrera de lignina (Mostafa et al. 2024).

Beneficios en el compostaje

A. awamori brinda varios beneficios, como la mejora en el proceso de degradación de materia orgánica, aumenta la temperatura en el compost, y proporciona una mayor disponibilidad de nutrientes esenciales (N, P y K) para el crecimiento y desarrollo de las plantas (Jain et al. 2010; Mostafa et al. 2024).

Por otra parte, se ha demostrado que este hongo puede incrementar la actividad de enzimas como la fosfatasa, caracterizándose por la capacidad de solubilizar varias formas de fosfatos inorgánicos en un amplio rango de temperaturas, lo cual aumenta la disponibilidad de P en el suelo lo que conlleva a una mayor productividad de los cultivos (Biswas 2011; Jain et al. 2012). Asimismo, se maximiza la producción de la celulasa y la xilanasa, facilitando la fragmentación de la materia orgánica compleja en el compost, acelerando el proceso de humificación en un 4.82% (Sharma et al. 2014; Shinde et al. 2024).

Fase de inoculación en el compostaje

La inoculación se realiza durante la fase termófila del compostaje, donde las temperaturas elevadas activan su metabolismo y potencian su capacidad de descomponer polímeros complejos (Romero et al. 2009; Biswas 2011). Las altas temperaturas alcanzadas en la fase termófila, junto con la actividad enzimática de A. awamori, ayudan a reducir la carga

de patógenos presentes en el compost, mejorando así la calidad y seguridad del producto final (Sharma et al. 2014). Así mismo, permite que este hongo compita de manera eficiente contra otros microorganismos, estableciéndose como una fuente importante de enzimas degradativas en el proceso (Romero et al. 2009; Sharma et al. 2014). Estas características hacen de A. awamori un hongo altamente beneficioso para optimizar el compostaje y producir una enmienda orgánica de calidad para la agricultura sostenible.

Condiciones de cultivo

Puede aislarse de suelos ricos en materia orgánica o en descomposición. Para su cultivo, se emplea agar papa dextrosa (PDA) a temperaturas de 25–30°C. Además, su óptimo crecimiento se lleva a cabo a 30–35°C con un pH entre 5-6, lo cual beneficia para una alta producción de amilasas en presencia de almidón (Health Canada 2019; Mostafa et al. 2024).

4.2.3. Aspergillus niger

Es un hongo celulolítico mesófilo, especie común de hongos Aspergillus, ampliamente distribuida en el suelo, los alimentos y los productos vegetales (Heidarzadeh et al. 2019; Dong et al. 2024). Utilizado industrialmente para la producción de ácido cítrico, enzimas y otros metabolitos secundarios. Este organismo se caracteriza por sus conidios de color negro y es conocido por su capacidad de degradar materia orgánica compleja mediante la producción de enzimas hidrolíticas (Heidarzadeh et al. 2019; Dong et al. 2024).

Clasificación taxonómica

Producción de enzimas

ID: 5061, NCBI

A. niger es ampliamente utilizado en la biotecnología por su capacidad de secretar una gran variedad de enzimas hidrolíticas y lignocelulolíticas, esenciales para metabolizar las fracciones insolubles de los residuos orgánicos complejos para liberar nutrientes (Izmirlioglu & Demirci, 2016; Naeem et al., 2022). Se lleva a cabo mediante la síntesis de las celulasas, β-glucanasas, xilanasas, pectinasas e invertasas, así como α-amilasa y glucoamilasa (Tabla 18) (Hmida-Sayari et al. 2012; Ahmed et al. 2016).

Tabla 18

Enzimas secretadas por el hongo Aspergillus niger.

Beneficios en el compostaje

La inoculación de A. niger permite disminuir el período de compostaje con una duración de 30 días, donde se evidencia que la presencia del hongo conduce a una reducción significativa en Carbono Orgánico Total (TOC) en un 21.2%, la relación C:N en un 21.3%, el aumento del contenido de Nitrógeno Total en un 10.5%, P disponible en un 9.2%, K en 41% y el contenido de humus, dando como resultado un producto final de calidad (Ahamed & Vermette, 2008; Ajijolakewu et al., 2017).

La presencia de este hongo, aumenta la abundancia de genes CAZymes responsables de la degradación de la lignocelulosa y de genes relacionados con el glucometabolismo que contribuyen a la generación de calor, manteniendo la temperatura durante la etapa termófila, acelerando el compostaje (Irawan et al. 2023; Dong et al. 2024).

En relación a la actividad antifúngica, inhibe el crecimiento de micotoxinas (aflatoxinas), generando un compost seguro con un índice de germinación (IG) de 96.5%, lo que representa un enfoque más económico, efectivo y sostenible para el uso de residuos orgánicos (Naeem et al. 2022).

Por otra parte, A. niger es capaz de reducir o eliminar antibióticos presentes en el estiércol animal. Se ha demostrado que el compostaje inducido por este inoculante eliminó el 8393% de tilosina y el 50-65% de oxitetraciclina (Dela Cruz et al. 2022).

Fase de inoculación en el compostaje

La inoculación de A. niger se realiza idealmente en las fases mesófila y termófila del compostaje, debido a su habilidad para degradar azúcares y compuestos orgánicos complejos. Sin embargo, suele iniciarse alrededor del día 7 del proceso de compostaje, durante la fase mesófila, momento en que prospera y ayuda a acelerar la degradación inicial (Dela Cruz et al. 2022; Dong et al. 2024).

Condiciones de cultivo

Su cultivo se puede llevar a cabo en Agar Papa Dextrosa (PDA), Agar de Extracto de Malta (MEA), Agar de Autolisado de levadura de Czapek (CYA) o en Agar Sabouraud a temperaturas entre 25–30°C. Al ser aislado de varios entornos, se puede utilizar diferentes residuos agrícolas como única fuente de carbono, tales como: bagazo de caña de azúcar (Saccharum officinarum), pulpa de yuca (Manihot esculenta) y cáscara de plátano (Musa paradisiaca) (Heidarzadeh et al. 2019; Dong et al. 2024).

Para una máxima producción, la temperatura óptima de A. niger se encuentra entre 20-40°C, sin embargo, puede sobrevivir a 60°C, su pH es de 5–7, al ser una especie xerófila requiere una Aw mínima (agua disponible) de 0.77 y se desarrolla especialmente en presencia de carbohidratos simples (Bonner, 2018).

4.2.4. Phanerochaete chrysosporium

Es un hongo ligninolítico de la clase Agaricomycetes, conocido por su capacidad de degradar la lignina mediante enzimas como la lignina peroxidasa y la manganeso peroxidasa. Este hongo desempeña un papel importante en el tratamiento de desechos y la biorremediación de suelos contaminados (Zhang et al. 2014; Voběrková et al. 2017).

Clasificación taxonómica

Producción de enzimas

ID: 2822231, NCBI.

P. chrysosporium es un hongo perteneciente a las especies conocidas como “Podredumbre blanca”. Se especializan en degradar los principales polímeros recalcitrantes como celulosa, hemicelulosa y lignina mediante reacciones extracelulares hidrolíticas y oxidorreductoras (Machado et al. 2020). Estas capacidades hacen que P. chrysosporium sea un organismo clave en procesos de descomposición y biorremediación.

Para la mineralización de la lignina, el hongo excreta múltiples peroxidasas de lignina (LiPs, EC 1.11.1.7) y manganeso (MnPs, EC 1.11.1.7) que se caracterizan por presentar la capacidad de generar radicales libres que despolimerizan los componentes lignocelulósicos, permitiendo así la descomposición de estos polímeros en compuestos más simples. Además de estas peroxidasas, produce otras enzimas tales como: lacasa (Lac), xilanasas, celulasas, glucosa-1-oxidasa y glucosa-2-oxidasa (Tabla 19) (Liu et al., 2020; Machado et al., 2020; Wang et al., 2023).

Tabla 19

Enzimas que secreta el hongo Phanerochaete chrysosporium.

Beneficios en el compostaje

Este hongo ha sido el más estudiado, no solo por las potenciales enzimas secretadas sino también por los beneficios que aporta a la agricultura sostenible. Entre los principales usos se destaca la degradación de una amplia variedad de compuestos recalcitrantes como la lignina presente en residuos agrícolas (Nemet et al., 2021; Zhang et al., 2014).

Se ha demostrado que su inoculación permite la degradación de un 58% de celulosa y un 73% de lignina, obteniendo un aumento del 82% en el contenido de sustancias húmicas, mejorando la humificación y la estabilidad del producto final del compostaje (Gao et al. 2023; Wang et al. 2023). En cuanto a la microbiota del suelo, la presencia de P. chrysosporium en la etapa de enfriamiento, resulta ser positiva al mejorar la estructura y la diversidad de

las comunidades fúngicas y la reproducción de las bacterias termófilas (Wang et al. 2023). Además, actúa como un componente clave en la rápida descomposición de materia prima utilizada en el proceso de compostaje. De modo que, un tiempo de 16 semanas son óptimas para obtener un compost estable y maduro apto para su uso como bioinsumo (Huang et al., 2017). Por otra parte, su inoculación contribuye significativamente a la inmovilización de metales pesados como Plomo (Pb) y Manganeso (Mn), cabe mencionar que el segundo en concentraciones altas puede ser tóxico para las plantas, afectando los procesos metabólicos relacionados con la fotosíntesis, la respiración y la síntesis de proteínas (Huang et al. 2017; Chen et al. 2019; Gao et al. 2023).

Fase de inoculación en el compostaje

La presencia de los hongos de podredumbre blanca ha mostrado beneficios significativos en la eficiencia y calidad del compost al ser inoculados en la fase de enfriamiento puesto que las condiciones térmicas se vuelven menos extremas, favoreciendo la actividad de P. chrysosporium (Gong et al. 2017). En esta fase permite una degradación más eficiente de la lignina y celulosa restantes, lo que conlleva a una reducción de los tiempos de maduración (Huang et al., 2015; Zeng et al., 2009). Los estudios muestran que esta práctica incrementa la retención de nutrientes, mejora la relación C:N y aumenta la disponibilidad de materia orgánica estabilizada, elevando el valor agrícola del compost final (Gao et al., 2023; Voběrková et al., 2017; Zhang et al., 2014).

Condiciones de cultivo

Para una mayor producción de enzimas, el cultivo de P. chrysosporium se lleva a cabo en Sabouraud a un pH de 5.0, a una temperatura de 30°C y se incuba durante un periodo de 4 días. Se utiliza la urea como única fuente de N y la fructosa como única fuente de C (Kheiralla et al. 2013).

4.2.5. Trichoderma harzianum

Es un hongo filamentoso de la familia Hypocreaceae, utilizado como agente de biocontrol debido a su capacidad de antagonizar hongos fitopatógenos. Este organismo produce diversas enzimas y metabolitos secundarios que inhiben el crecimiento de otros hongos, y también degrada la materia orgánica (Acosta-Suárez et al. 2013; Zhou et al. 2015).

Clasificación taxonómica

ID: 5544, NCBI.

Producción de enzimas

T. harzianum es ampliamente reconocido por su potencial como agente de control biológico, particularmente en el contexto agrícola. Este hongo saprofito, es capaz de sintetizar una variedad de enzimas hidrolíticas (Tabla 20) y metabolitos secundarios que favorecen el control de fitopatógenos (Acosta-Suárez et al. 2013). Entre las enzimas asociadas al control de patógenos se destacan las enzimas líticas como las quitinasas, las β-1,3 glucanasas y las proteasas (Delabona et al., 2016; Gajera y Vakharia, 2012). T. harzianum también produce enzimas capaces de hidrolizar y metabolizar la celulosa y hemicelulosa presente en la biomasa vegetal, como las enzimas activas en carbohidratos (CAZymes) (Benoliel et al. 2013; Maruyama et al. 2020)

Tabla 20

Enzimas que produce el hongo Trichoderma harzianum.

Beneficios en el compostaje

Se ha evidenciado que la aplicación de T. harzianum en compostaje mejora la eficiencia del proceso al acelerar la descomposición de la materia orgánica, debido a la producción de celulasas y quitinasas (Delabona et al. 2016). Esto reduce el tiempo necesario para alcanzar un compost maduro. Además, contribuye a la estabilización del pH del suelo y aumenta el contenido de macronutrientes como N (0.98-1.60%), P (0.19-1.10%) y K (0.55-6.70%) esenciales para el crecimiento de las plantas (Siddiquee et al. 2017). Entre otros beneficios que aporta se destaca la mitigación de las emisiones de gases de efecto invernadero (GEI) y la fijación biológica de N (Bernal-Vicente et al. 2012; Asghar et al. 2024).

En relación con el microbiota del suelo, la inoculación con T. harzianum impacta de manera positiva puesto que aumenta la abundancia relativa de bacterias beneficiosas

como Streptomyces spp. y de especies de hongos que poseen actividad quitinolítica y antagonizan a patógenos del suelo (Siddiquee et al. 2017). Este hongo tiene funciones como agente de biocontrol, inhibiendo el crecimiento de hongos patógenos al competir por el espacio y los nutrientes, así mismo, produce toxinas perjudiciales para hongos fitopatógenos del género Fusarium, Pythium, y Phytophthora, Sclerotinia y Rhizoctonia, minimizando el riesgo de enfermedades en el compost y, en última instancia, en los cultivos que recibirán este compost como enmienda (Zhou et al. 2015; Ros et al. 2017; Asghar et al. 2024). Estas interacciones microbianas contribuyen a la resiliencia del ecosistema del compost.

Por otra parte, se ha demostrado que la adición de T. harzianum al proceso de compostaje aumenta la actividad antioxidante en las plantas, específicamente mediante la regulación de enzimas del sistema de reciclaje de ascorbato como monodehidroascorbato reductasa (MDHAR), dehidroascorbato reductasa (DHAR) y peroxidasa (Bernal-Vicente et al. 2012; Blaya et al. 2013). Este efecto bioestimulante mejora la tolerancia de las plantas a condiciones de estrés, lo que da como resultado en una mejor eficiencia fotosintética, tasa de crecimiento e hidratación de las hojas. Se ha evidenciado que la regulación positiva de genes como P5CS y TAS14, involucrados en las respuestas de las plantas al estrés por baja temperatura, está ligado a la inoculación con T. harzianum (Donoso et al. 2008; Islam et al. 2014)

Fase de inoculación en el compostaje

Es recomendable realizar la inoculación de T. harzianum al inicio de la fase de maduración. Durante esta fase, el compost tiene una temperatura moderada (20-30°C) que favorece el crecimiento del hongo puesto que crece de manera óptima a 23°C, esto le permite establecerse y colonizar eficazmente la materia orgánica en descomposición (AcostaSuárez et al. 2013; Blaya et al. 2013). La inoculación en esta etapa ha demostrado reducir la incidencia de patógenos y la gravedad de enfermedades en las plantas que utilizan compost como enmienda (Bernal-Vicente et al. 2012)

v Condiciones de cultivo

T. harzianum se aísla de los suelos y MO en descomposición. Para su cultivo se recomienda el uso de un medio PDA incubado a una temperatura entre 25-30°C, con un pH de 5-6 durante 5 días sin condiciones de luz con el objetivo de obtener microorganismos en crecimiento activo (Benoliel et al. 2013; Islam et al. 2014). Para una mayor producción enzimática, este hongo requiere medios ricos en celulosa o hemicelulosa, que promueven una mayor actividad enzimática. Además, en el medio se suele colocar antibióticos como estreptomicina esterilizada para evitar la contaminación por la presencia de otros microorganismos (Blaya et al. 2013)

4.2.6. Trichoderma viride

Es un hongo saprófito que pertenece al género Trichoderma, reconocido por su alta capacidad de transformación de biomasa. Este microorganismo se utiliza en la agricultura como biofungicida, ya que produce enzimas hidrolíticas que descomponen las paredes celulares de hongos patógenos y facilita el control de enfermedades en plantas (Elgorban et al., 2016; Gajera & Vakharia, 2012).

Clasificación taxonómica

Producción de enzimas

ID: 5547, NCBI

T. viride es considerado un agente de control biológico (BCA) que puede producir diversas enzimas hidrolíticas, entre ellas exoglucanasas celulasas, quitinasas, poligalacturonasas y proteasas (Zahra et al. 2020). Estas enzimas son esenciales para la descomposición de componentes vegetales en la materia orgánica y contribuyen al ciclo de nutrientes en el suelo (Wahyuni & Nasution, 2019).

Este grupo de enzimas está representado principalmente por la β-1,4-endoglucanasa (EC 3.2.1.4), que cataliza la ruptura aleatoria de los enlaces glucosídicos internos en las regiones amorfas de la celulosa, lo cual se obtiene como resultado la generación de polisacáridos con grados de polimerización más bajos que la fibra de origen (Gupta et al. 2014; Kamaluddeen and Madika 2023). Dentro de este grupo las enzimas clave son la celobiohidrolasa (EC 3.2.1.91) que cataliza la escisión de moléculas de celobiosa (disacárido de glucosa con enlace β-1,4) a partir de los extremos reductores (CBH tipo I) o no reductores (CBH tipo II) de las fibras de celulosa y la glucanohidrolasa (EC 3.2.1.74) (Gupta et al. 2014; Sharma et al. 2014).

Cabe destacar que el mecanismo de antagonismo contra hongos patógenos se lleva a cabo mediante la eliminación de toxinas en forma de enzima β-1,3 glucanasa, quitinasa y celulasa que pueden inhibir su crecimiento e incluso matar estos patógenos (Wahyuni & Nasution, 2019).

Beneficios en el compostaje T. viride es eficiente en la degradación de residuos vegetales y, al igual que T. harzianum, actúa como agente biocontrolador. Tiene la capacidad de biotransformar sustratos altamente lignocelulósicos como el bagazo de caña de azúcar, el rastrojo de cosechas de gramíneas y los residuos de algunas especies de leguminosas (Elaine et al. 2020). De tal manera que aumenta el valor nutritivo del compost en los niveles de N (3.55%), P (3.46%) y K (1.58%) (Elaine et al. 2020).

Este hongo se destaca por su acción agresiva contra fitopátogenos, actuando mediante un conjunto de mecanismos sinérgicos que incluyen antibiosis a través de la producción de metabolitos secundarios, micoparasitismo a través de la secreción de enzimas

hidrolíticas, competencia por espacio y nutrientes, e inducción de resistencia sistémica en las plantas (Elhadi et al., 2023; Sultana et al., 2021; Wahyuni & Nasution, 2019). En el caso del micoparasitismo, este microorganismo puede suprimir parcialmente el crecimiento de Fusarium oxysporum f.sp cubense y los géneros Rhizoctonia y Botrytis (Elhadi et al. 2023).

Fase de inoculación en el compostaje

Es recomendable en la fase de enfriamiento para evitar dañar los inóculos con altas temperaturas, por ende, se aprovechan las temperaturas moderadas (30-40°C), que son adecuadas para el crecimiento y la actividad enzimática (Kausar et al., 2013; Wahyuni & Nasution, 2019). En esta etapa, la inoculación ayuda a completar la descomposición de la materia orgánica lignocelulósica resistente, como la celulosa y la hemicelulosa (Lu et al., 2021). Además, contribuye a la supresión de patógenos que puedan haberse introducido en el compost y mejora la calidad del producto final, al incrementar la disponibilidad de nutrientes esenciales para las plantas.

Condiciones de cultivo

T. viride se encuentra en suelos y en material en descomposición, es recomendable cultivar en medios como PDA o SDA. Las condiciones óptimas para la actividad enzimática son a una temperatura entre 20-30°C, pH de 5.5-6.5 y el uso de desechos agrícolas ricos en celulosa (40-50%), hemicelulosa (20-30%) y lignina (10-15%), que pueden contribuir a la producción a gran escala de celulasa (Elaine et al. 2020; Elhadi et al. 2023; Kamaluddeen and Madika 2023). Asimismo, el crecimiento de T. viride se ve estimulado por la presencia de compuestos nitrogenados tales como metionina, ácido glutámico y leucina, donde la primera ha demostrado ser altamente efectiva, mientras que la leucina y el ácido glutámico han evidenciado un efecto menos eficiente en el crecimiento del hongo (Kamaluddeen & Madika, 2023; Lu et al., 2021).

INOCULACIÓN DE BACTERIAS

4.3. Inoculación de bacterias

4.3.1. Bacillus lincheniformis

Es una bacteria Gram positiva esporulante, que pertenece a la familia Bacillaceae. Este organismo es conocido por su capacidad para producir enzimas extracelulares, como proteasas y amilasas, y se utiliza en la industria alimentaria y farmacéutica. Su capacidad para sobrevivir en condiciones extremas lo hace útil en aplicaciones de biorremediación (Jurado et al., 2014; Lu et al., 2021).

Clasificación taxonómica

Producción de enzimas

ID: 1402, NCBI.

B. licheniformis produce enzimas de alto valor, tales como, amilasa, arginasa, amilosacarasa y proteasa. Las enzimas presentan características termoestables como es el caso de las amilasas (50–70°C), la β-glucosidasa, quitinasa, endogluconasa y xilasa (Cotta et al., 2023; De Marco et al., 2017).

Al ser un microorganismo saprófito, su secretoma está dirigido a la degradación de un alto número de compuestos que incluyen lípidos, polisacáridos, proteínas y otras sustancias. En este sentido, esta bacteria puede producir un número extremadamente alto de enzimas diferentes como: alantoinasa, celulasa, quitinasa, cicloglucosiltransferasa, dextranasa, endoarabinasa (ABNase), glucosidasa, glucanasa, galactosidasa, levanasa, lipasa, mananasa, pectato liasa, penicilinasa, pentosanasa o xilanasa, y varias proteasas, incluyendo una proteasa tipo clostripaína, serina proteasas, zinc proteasas, glutamil endopeptidasa, metaloproteasas y otras endo y exopeptidasas (Abdel-Rahman et al., 2016; Su et al., 2024; Xiao et al., 2024).

Beneficios

en el compostaje

En el compostaje, tiene una relevancia destacada al aumentar la degradación de celulosa en un 69.9%, acelerando la maduración del compost al contener mayor cantidad de HA en un 20% (Chang et al. 2023). Con respecto a la comunidad microbiana, la presencia de esta bacteria mejora las funciones metabólicas de los microorganismos nativos relacionados con el metabolismo de los carbohidratos, del almidón y la sacarosa al enriquecer los genes funcionales afines (Nallusamy et al. 2016; Chang et al. 2023). Además, estudios investigativos han informado que la inoculación permite enriquecer la presencia de Bacillus, Lactobacillus y Streptomyces durante la fase termófila, al mismo tiempo, que elimina la abundancia de Pseudomonas y Oceanobacillus, mejorando las interacciones microbianas positivas (Nallusamy et al. 2016; Su et al. 2024).

Otro aspecto positivo de su inoculación, es la capacidad de estimular el crecimiento de las plantas y mejorar la tolerancia de los cultivos a las enfermedades mediante la activación de la vía de señalización del ácido jasmónico/etileno (Samaniego-Gámez et al. 2017).

Por otro lado, se ha evidenciado que esta bacteria es fundamental en el mejoramiento del contenido de nutrientes y la reducción de contaminantes. Se ha demostrado que B. licheniformis influye en el crecimiento del arroz (Oryza sativa) en suelos contaminados con níquel (Ni), la biofortificación del trigo con selenio (Se) y la eliminación de mercurio (Hg) con la capacidad de eliminar más del 70% de Hg en condiciones óptimas (Brunetti et al. 2012; Du et al. 2017).

Condiciones de cultivo

Es una bacteria anaerobia facultativa no exigente que puede crecer en sustratos de carbono de bajo costo como sacarosa, maltosa y almidón. Además, puede prosperar a altas temperaturas (50-55°C). Para la producción de enzimas como amilasa y celulosa, la temperatura óptima es de 50°C a un pH de 7 (Nallusamy et al. 2016; Chang et al. 2023).

4.3.2. Bacillus sonorensis

Es una bacteria Gram positiva, termófila y esporulante, perteneciente a la familia Bacillaceae. Se aisló inicialmente en el desierto de Sonora y es conocida por su capacidad para producir enzimas termoestables, lo que la hace útil en procesos industriales que requieren altas temperaturas (Abdel-Rahman et al. 2016).

Clasificación taxonómica

Producción de enzimas

ID: 119858, NCBI.

B. sonorensis se destaca por la producción de enzimas hidrolíticas significativas como quitinasas, quitosanasas, glucanasas, celulasas, lipasas y proteasas, las cuales son cruciales para la descomposición de compuestos complejos en el compostaje (Bhosale et al. 2016; Raza et al. 2021). Estas enzimas participan en la degradación de diversos sustratos, tales como proteínas, lípidos, celulosa y quitina, lo que mejora la eficiencia del compostaje y en la eliminación de patógenos mediante la lisis celular (Mehra et al. 2023).

Dentro de las quitinasas (EC 3.2.1.14) se encuentran las glicósido hidrolasas que degradan los enlaces β-1,4-glicosídicos en la quitina, el segundo polisacárido naturalmente disponible más abundante y el principal componente de la pared celular de los hongos, lo que sugiere su potencial para el control de enfermedades fúngicas en plantas (Abdel-Rahman et al. 2016; Raza et al. 2019; Miljaković et al. 2020). Por otra parte, se descompone la quitina y

sirve como fuente de energía. Además, las quitosanasas (EC 3.2.1.132) son importantes para el ciclo de carbono y nitrógeno (Miljaković et al. 2020).

Beneficios en el compostaje

La inoculación de B. sonorensis en el compostaje ha demostrado actividad antagónica contra una amplia gama de patógenos vegetales debido a su capacidad de producir endosporas duras y resistentes, entre ellos se encuentra Macrophomina phaseolina, un patógeno que causa la pudrición en las plantas (Ansari et al. 2023; Mehra et al. 2023). Este tipo de interacción es crucial para la supresión de enfermedades. Por otra parte, produce antibióticos y sideróforos, lo cual se es benéfico para mejorar la respuesta de la planta al ataque de patógenos al desencadenar la resistencia sistémica inducida (ISR) (Ansari et al. 2023).

A su vez, se destaca por llevar a cabo la desaminización de la acetil-CoA carboxilasa (ACC), la fijación de N, la solubilización del P, la producción de ácido inol-3-acético (IAA) y de amoníaco (Shafi et al. 2017). Por lo cual, reduce el tiempo de compostaje en un 40-43% correspondiente a 51-58 días en comparación con el tiempo general que se lleva a cabo en el proceso de compostaje que tiene un tiempo de 89-96 días y resulta en una mayor disminución en el Carbono Orgánico Total (TOC) y la relación C:N, así como un aumento en la calidad del compost mediante un aumento en el contenido total de N, P, y K (AbdelRahman et al. 2016; Shafi et al. 2017; Harindintwali et al. 2020).

Fase del compostaje

Las especies de Bacillus, especialmente B. sonorensis, son capaces de crecer a temperaturas elevadas, lo que las hace ideales para la inoculación en la fase termófila del compostaje (Abdel-Rahman et al. 2016; Shafi et al. 2017). La presencia de esta bacteria puede acelerar la descomposición y mejorar la calidad del compost, haciendo el proceso más eficiente.

Condiciones de cultivo

Para el aislamiento y cultivo de B. sonorensis, se utilizan medios como el agar carboximetilcelulosa (CMC), que favorece el crecimiento de bacterias celulolíticas (Harindintwali et al. 2020). Se cultivan a una temperatura de 50°C durante un tiempo de 3-7 días en un medio modificado de nitrato de almidón con sales inorgánicas, donde el almidón se reemplaza por sustratos de celulosa (Abdel-Rahman et al. 2016; Saffari et al. 2017). Estos medios optimizan la producción de enzimas celulolíticas que facilitan la degradación de los residuos orgánicos y mejoran la eficiencia del proceso de compostaje.

4.3.3. Bacillus subtilis

Es una bacteria del suelo aeróbica, Gram positiva, formadora de esporas y de crecimiento rápido que ha sido ampliamente utilizada para la producción de proteínas heterólogas (Duan et al. 2020; Dong et al. 2024). Este organismo es conocido por su producción de enzimas, antibióticos y otras sustancias bioactivas. Además, su resistencia a condiciones adversas permite su uso en la agricultura como promotor del crecimiento vegetal y en la biotecnología (He et al. 2023).

Clasificación

Producción de enzimas

ID: 1423, NCBI.

B. subtilis es conocida por su capacidad para secretar numerosas enzimas encargadas de degradar una variedad de polímeros complejos, lo que le permite sobrevivir en un entorno en continuo cambio al adaptarse a diversas fuentes de carbono disponibles en su medio ambiente. Entre las enzimas extracelulares se destacan, la α-amilasa (EC 3.2.1.1), levansacarasa, xilanasa (EC. 3.2.1.8), β-glucanasas y enzimas lipolíticas diferentes (Malik & Javed, 2021; Mehra et al., 2023; Su et al., 2020).

Esta bacteria se ha convertido en un organismo ideal para la producción de enzimas industriales debido a su rápido crecimiento en sustratos diversos, fuerte capacidad de secreción de proteínas, no patogenicidad y favorable procesamiento posterior, (Tyagi et al. 2014; Lu et al. 2021). Se estima que las enzimas producidas a partir de esta especie representan aproximadamente el 50% del mercado global de enzimas (Lu et al., 2021; Su et al., 2020).

Por otro lado, se destaca la eficiencia de la quitanasa producida por B. subtilis contra Rhizoctonia solani y Fusarium verticillioides que causa la pudrición del tallo y la mazorca del maíz (Sidorova et al. 2020; Rosazza et al. 2023).

Beneficios para el compostaje

B. subtilis puede mejorar significativamente la calidad del compost, promoviendo tanto la maduración como la retención de carbono, lo que contribuye a la mejora de la estructura del suelo y al crecimiento de los cultivos (Duan et al. 2020; He et al. 2023; Dong et al. 2024). De igual forma, disminuye la nitrificación y aumenta la desnitrificación. Por lo tanto, reduce la acumulación de NO3−-N en el suelo y reduce en gran medida la escorrentía de N y la pérdida por lixiviación (Sun et al., 2020).

Se ha identificado que la inoculación con un 0.5% de B. subtilis prolonga la fase termófila, reduce la mineralización en las fases de enfriamiento y maduración, aumenta los niveles de Carbono Orgánico Total (TOC) y disminuye eficazmente la abundancia de genes funcionales del metabolismo del carbono (Duan et al. 2020).

La acción enzimática de B. subtilis facilita la degradación de la lignina y otros compuestos

complejos mediante la secreción de lacasas, lipasas y peroxidasas (Rosazza et al. 2023). Así mismo, al resistir altas temperaturas y condiciones ácidas y alcalinas, es muy eficaz en la degradación de celulosa (Novikova & Titova, 2024). En este contexto, B. subtilis no solo mejora la eficiencia del compostaje, sino que también incrementa la calidad del producto final al aumentar la formación de humus.

Por otro lado, se ha evidenciado el aumento en la abundancia de los géneros Bacteroidetes y Chloroflexi, que desempeñan papeles importantes en la degradación de la materia orgánica del suelo (Duan et al., 2020; Niu & Li, 2022).

Fase de inoculación en el compostaje

La inoculación con B. subtilis se realiza generalmente en las etapas iniciales del compostaje, es decir, cuando la fase termófila está en su apogeo (Li et al., 2023; Wang et al., 2023). Esto permite que las enzimas producidas, como las celulasas y proteasas, comiencen a actuar rápidamente sobre los residuos orgánicos, acelerando su descomposición (Saffari et al. 2017). Además, la inoculación en etapas iniciales asegura que las condiciones óptimas de pH y temperatura sean aprovechadas para maximizar la actividad microbiana de la bacteria, lo que optimiza el tiempo de maduración del compost (Ribeiro et al. 2017).

Condiciones de cultivo

El crecimiento de B. subtilis es estrictamente aeróbico, por lo que requiere condiciones de cultivo oxigenadas. Se recomienda llevar a cabo su cultivo en Agar Nutriente, donde crece de manera óptima a temperaturas que oscilan entre 25-37°C, con un pH ideal entre 5-9, lo que hace a B. subtilis adaptable a una amplia gama de ambientes (iGEM 2014; Sidorova et al. 2020). Para el almacenamiento de sus cepas, se emplean métodos como la conservación en glicerol a -80°C para almacenamiento a largo plazo y la preservación en placas de agar o en cultivos líquidos bajo condiciones aeróbicas (Saffari et al. 2017).

4.3.4. Paracoccus denitrificans

Es una bacteria Gram negativa que pertenece a la familia Rhodobacteraceae, anaerobio facultativo capaz de metabolizar N, NO3, y NH3. Esta bacteria desempeña un papel importante en los ciclos del N en ambientes acuáticos y terrestres y es utilizada en el tratamiento de aguas residuales (Alonso-Vargas et al. 2023). Además, es uno de los microorganismos por excelencia, conocido por su notable versatilidad metabólica. Al ser facultativo, puede respirar con una amplia gama de aceptores finales de electrones (Alonso-Vargas et al. 2023).

Clasificación taxonómica

ID: 266, NCBI.

Producción de enzimas

P. denitrificans es una bacteria clave tanto para la respiración aeróbica como para participar en el proceso de desnitrificación, mediante el cual produce varias enzimas que catalizan la reducción progresiva de NO3 hasta gas nitrógeno (N₂), contribuyendo significativamente al ciclo de N, entre ellas se encuentran la nitrato reductasa (Nar), nitrito reductasa (Nir), óxido nítrico reductasa (Nor) y óxido nitroso reductasa (Nos) (Tabla 21) (Maeda et al. 2011; OlayaAbril et al. 2018; Alonso-Vargas et al. 2023).

Estas enzimas no solo son fundamentales en el ciclo biogeoquímico del N, sino que también tienen aplicaciones potenciales en la mitigación de emisiones de gases de efecto invernadero, como el óxido nitroso (N₂O), potente gas de efecto invernadero (Olaya-Abril et al. 2018; Pascual et al. 2020).

Tabla 21

Enzimas que secreta la bacteria Paracoccus denitrificans.

Beneficios en el compostaje

P. denitrificans desempeña un papel clave en la prevención de la acumulación de NO2, facilitando un proceso de compostaje más sostenible. Este microorganismo es capaz de desnitrificar hasta su último paso, convirtiendo el N2O en nitrógeno gaseoso (N2), lo que ayuda a mitigar la liberación de gases de efecto invernadero durante el proceso (Shi et al. 2020; Jiang et al. 2023). La reducción de N2O es particularmente relevante, ya que este gas tiene un potencial de calentamiento global mucho mayor que el dióxido de carbono (CO2) (Jiang et al. 2023).

La desnitrificación de P. denitrificans utiliza NO3 o NO2 como aceptores de electrones, con donadores de electrones como succinato, NADH, glucosa, acetato o metanol. Se ha demostrado que puede reducir la emisión de N2O en un 70% (Pascual et al. 2020).

Fase del compostaje

Debido a que P. denitrificans presenta una temperatura óptima de crecimiento entre 25-

35°C, se establece que la inoculación se debe llevar a cabo en la fase de maduración. Así mismo, se ha demostrado que la abundancia de microorganismos desnitrificantes es relativamente rara en la fase de calentamiento de compostaje y aumenta gradualmente de madurez (Shi et al. 2020; Alonso-Vargas et al. 2023).

Condiciones de cultivo

Para el cultivo de P. denitrificans, se utilizan medios de cultivo como Luria-Bertani (LB), que favorece su crecimiento aeróbico a 30°C, con agitación constante (150 rpm) hasta la fase de crecimiento logarítmico tardío. Una vez alcanzada esta fase, las células se recolectan por centrifugación (4500 rpm durante 5 min), se lavan dos veces con PBS (0.1 M, pH 7.4) y se resuspenden en PBS previo a su uso en aplicaciones específicas (Albertsson et al. 2019; Pascual et al. 2020).

4.3.5. Ureibacillus thermosphaericus

Es una bacteria aerobia termófila, Gram positiva, formadora de endosporas que pertenece a la familia Bacillaceae. Este microorganismo es capaz de prosperar en temperaturas elevadas (47°C) y se utiliza en la biodegradación de compuestos orgánicos y en el compostaje debido a su tolerancia al calor (Abbasalizadeh et al. 2012).

Clasificación taxonómica

ID: 51173, NCBI.

Producción de enzimas

U. thermosphaericus se caracteriza por su capacidad para secretar enzimas termoestables que tienen aplicaciones industriales significativas. Estas enzimas incluyen amilasas, catalasas, esterases, y deshidrogenasas (Tabla 22), las cuales son cruciales en diversos procesos bioquímicos, especialmente en el tratamiento de residuos y en la producción de compuestos específicos para la industria alimentaria, farmacéutica y ambiental (Samoylova et al., 2018).

Dentro de las enzimas termoestables, se destaca especialmente las esterasas (EC 3.1.1.3) debido a la tolerancia a temperaturas altas (50-70°C). Su función es catalizar la escisión de los enlaces éster en una molécula de triglicérido (Samoylova et al., 2018; Sorokina et al., 2020). Por otra parte, se considera una bacteria degradante de lignina al producir lacasa y lignina peroxidasa (Nakamura & Kurosawa, 2021; Wang et al., 2011).

Tabla 22

Enzimas que secreta la bacteria Ureibacillus thermosphaericus.

Beneficios para el compostaje

La inoculación con U. thermosphaericus ha demostrado ser eficiente en la mejora del proceso de compostaje. Este microorganismo es capaz de acelerar la descomposición de la MO, especialmente en la fase termófila, lo que resulta en la conversión rápida de residuos orgánicos en compost de alta calidad (Nakamura & Kurosawa, 2021). Durante el proceso, la bacteria desempeña un papel fundamental en la disminución de la lignina, un componente de difícil descomposición en la materia orgánica, puesto que reduce el contenido de lignina en un rango entre 17.23-24.34%, lo que mejora la calidad del compost (Nakasaki et al. 2009; Ohnishi et al. 2011).

Condiciones de cultivo

Para su cultivo se emplea el medio Agar Caldo de Soja Tripticasa, con respecto a las condiciones óptimas para la actividad catalítica se requiere un pH alcalino de 10.5 a una temperatura de 65°C. Esta cepa se cultiva a temperaturas elevadas, ideales para su actividad termofílica. En condiciones de cultivo, U. thermosphaericus exhibe un crecimiento rápido, favoreciendo la producción de enzimas termoestables que son útiles en diversas aplicaciones industriales (Akita et al. 2011; Sorokina et al. 2020).

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5. Normativa y regulación de uso de abonos orgánicos

Se conoce que existen 75 países que han promulgado efectivamente regulaciones integrales que rigen la agricultura orgánica. De los cuales, 19 países han implementado normas orgánicas que aún no se aplican plenamente, y 14 países están actualmente en el proceso de redactar la legislación (Willer et al. 2024). Dentro de este tipo de normativa, se toma en cuenta los límites de tolerancia de patógenos y la concentración mínima de metales pesados en los abonos orgánicos para garantizar la seguridad alimentaria y la salud pública.

Esto denota que cada vez más gobiernos a nivel mundial están impulsando políticas agroecológicas y mostrando su compromiso mediante la implementación de iniciativas y programas con objetivos definidos (Figura 31). Ejemplos destacados son países como Tanzania, Vietnam, Camboya, Japón y Taiwán (Esteves et al. 2021; Willer et al. 2024).

Figura 31

Distribución de tierras dedicadas a la agricultura orgánica por continente. Las áreas están indicadas en millones de hectáreas. Fuente: Willer et al., 2024.

En Ecuador, la agricultura sigue prácticas sostenibles, buscando proteger la biodiversidad y promover la economía local. La agroecología es una práctica que está cobrando relevancia, promovida tanto por organizaciones locales como por el Gobierno, que apoya la transición hacia métodos de cultivo más respetuosos con el medio ambiente (Ministerio del Ambiente 2013; Yánez Yánez et al. 2016; PNGIDS 2021). El uso de biofertilizantes, la rotación de cultivos y la reducción del uso de agroquímicos son algunos de los enfoques implementados para fomentar una agricultura más sostenible y adaptada a las condiciones ecológicas del país (Filgueira 2019; Security 2023). Siendo así, que Ecuador cuenta con la certificación Demeter en 76 granjas agrícolas, repartidas en una extensión de más de 314 hectáreas (Willer et al. 2024).

5.1. Bioinsumos en la agricultura sostenible

Los bioinsumos se clasifican en biofertilizantes y bioestimulantes, productos sustitutos para los insumos de síntesis química y una solución para una agricultura regenerativa. La diferencia radica principalmente en que los biofertilizantes cumplen la función de aportar nutrientes a las plantas, mientras que los bioestimulantes mejoran los procesos de absorción de los nutrientes (Regulation EU 2019).

5.1.1. Biofertilizante

Son formulaciones que contienen microorganismos vivos, como bacterias y hongos, cuya función se basa en colonizar las raíces de las plantas y mejorar la disponibilidad de nutrientes en el suelo. La presencia de estos organismos facilita la fijación de nitrógeno, la solubilización de fósforo y el reciclaje de otros nutrientes esenciales (Castro & Gómez, 2010).

Dentro de los biofertilizantes se encuentran los Microorganismos Promotores del Crecimiento Vegetal que presentan una amplia capacidad para inducir el crecimiento de las plantas, entre los géneros principales se destacan Pseudomonas, Azospirillum, Azotobacter, Anthrobacter Bacillus y Serratia (Ameen & Al-Homaidan, 2021; Rath et al., 2022; Zin & Badaluddin, 2020). Las funciones de estos microorganismos van desde la fijación de nitrógeno, solubilización de fosfato y la mineralización de compuestos orgánicos hasta la producción de fitohormonas (IAA, ácido abscísico (ABA), etileno (ET) y auxinas) (Sánchez et al. 2017; Rath et al. 2022).

El Instituto Colombiano de Agricultura (ICA) clasifica a los biofertilizantes en Bioabonos que son productos formulados a partir materiales orgánicos con la adición de microorganismos benéficos viables y los Inoculantes biológicos que son productos que contienen microorganismos viables capaces de actuar, directa o indirectamente (ICA 2020).

El Reglamento 2019/1009 de la Unión Europea, clasifica a los biofertilizantes como: Abono Orgánico (sólido y líquido) y Abono órgano-mineral (sólido y líquido). Además, se debe cumplir una concentración mínima de nutrientes primarios (N, P, K) en el caso de los abonos orgánicos sólidos, donde estos productos deben contener 2.5% de nitrógeno (N), 2% de pentóxido de fósforo (P2O5) y 2% de óxido de potasio (K2O) (Regulation EU 2019).

5.1.2. Bioestimulante

Son sustancias o microorganismos que, cuando se aplican a las plantas, promueven su crecimiento de manera indirecta, mejorando procesos fisiológicos como la absorción de nutrientes, la tolerancia al estrés abiótico y la calidad del cultivo (Cueva 2022). En Agrocalidad, los bioles son considerados dentro de esta categoría. El Reglamento de la Unión Europea estable que un bioestimulante vegetal es un producto que tiene como objetivo, estimular los procesos de nutrición de las plantas independientemente del contenido de nutrientes del producto (Regulation EU 2019).

5.2. Concentración Mínima de Metales Pesados

Las normativas que regulan los límites de metales pesados en insumos orgánicos son esenciales y aunque varían ligeramente entre Ecuador, Colombia, Estados Unidos y la Unión Europea, comparten un objetivo común de prevenir el deterioro de la salud del ecosistema al evitar la contaminación de los cultivos y, por ende, proteger la salud pública.

Los metales pesados son un grupo de elementos químicos que resultan indeseables debido a que no se pueden descomponer, sino que solo cambian su estado de oxidación (Chatterjee et al., 2013; Wang et al., 2019; Yang et al., 2017). Estos elementos tienen efectos perjudiciales en la salud humana y afectan la cadena alimentaria tanto en ambientes terrestres como acuáticos. Aunque están presentes de forma natural, cuando su concentración supera ciertos límites, pueden acumularse en tejidos vegetales o en órganos vitales (como el hígado, el cerebro y el tejido graso), provocando efectos generalmente crónicos a largo plazo (Yang et al., 2017).

La concentración de metales pesados varía en función de la composición de la materia prima utilizada para producir un biofertilizante. Los contenidos de metales pesados son altos en los composts originados a partir de estiércol animal o lodos de depuradora (Ingelmo et al., 2012; Mohee & Soobhany, 2014). Sin embargo, los metales pesados pueden reaccionar con la materia orgánica y su especiación puede cambiar.

En Ecuador, los límites de metales pesados en insumos orgánicos están regulados por la Agencia de Regulación y Control Fito y Zoosanitario (AGROCALIDAD). Esta entidad sigue normativas nacionales y se basa en estándares internacionales para establecer los límites permitidos de metales pesados como cadmio (Cd), plomo (Pb), mercurio (Hg), y arsénico (As) (Cueva 2022).

La normativa de Colombia establece que los abonos deben ser sometidos a análisis periódicos para asegurar que cumplan con estos límites, garantizando que su uso no resulte en la acumulación de metales pesados en el suelo. Los biofertilizantes que deseen garantizar porcentajes de carbono orgánico tanto en el registro como en la etiqueta, deberán reportar contenido de carbono orgánico oxidable total mínimo de 20%, valor de pH y concentración de metales pesados en mg/Kg (ppm): Arsénico (As) 41, Cadmio (Cd) 39, Cromo (Cr) 1200, Mercurio (Hg) 17, Níquel (Ni) 420 y Plomo (Pb) 300 (ICA 2020).

A continuación, en la Tabla 23 se compara los diferentes límites de concentración de metales pesados en insumos orgánicos.

Tabla 23

Límites establecidos de metales pesados por diferentes normativas en un insumo orgánico.

5.3. Tolerancia de microorganismos patógenos

Los microorganismos en el suelo incluyen patógenos que pueden ser perjudiciales para la salud humana y animal. En materiales como los estiércoles, pueden encontrarse bacterias patógenas, destacando Salmonella spp. y Escherichia coli, que son perjudiciales debido a su papel en las enfermedades transmitidas por alimentos (ETA) (De Corato et al. 2016; Soobhany 2018). Estos patógeno representan una de las principales amenazas en la transmisión de infecciones relacionadas con la ingesta de alimentos contaminados.

En Ecuador, el control de la calidad de los abonos orgánicos está regido por el Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP) y AGROCALIDAD donde los abonos orgánicos deben indicar la ausencia en 25 g o 25 ml de Salmonella sp., Listeria monocitogenes, Shigella spp., y Staphylococcus aureus como organismos patógenos (Cueva, 2022; Sánchez y Zambrano, 2019). Para ello, se debe realizar un análisis fitopatológico de hongos y bacterias para determinar la ausencia de fitopatógenos. El resultado de laboratorio deberá estar reportado al menos por género. Para Escherichia coli y coliformes totales se acepta límites de 1000 UFC (g-1 o ml-1) (Flores, 2022).

En Colombia, el ICA es el encargado de regular los abonos orgánicos, en este caso, la resolución No. 068370, capítulo V sobre del registro de productos bioinsumos para uso agrícola, artículo 18, párrafo 5 establece que los biofertilizantes que utilicen sustratos no estériles deben presentar los soportes de análisis de laboratorio donde se garanticen los límites máximos permitidos para patógenos donde no se pueda llegar a contaminar los suelos y cultivos (ICA 2020).

En Estados Unidos, la EPA y el USDA establecen las normativas para los abonos orgánicos. Además, el Programa Nacional Orgánico (NOP) establece requisitos para el compostaje, que deben incluir mantener la temperatura del compost a un mínimo de 55°C durante al menos 3 días consecutivos para pilas estáticas o 15 días, con al menos 5 volteos, para compostaje en pilas (EPA, 2003). Estas medidas aseguran que los abonos orgánicos sean seguros para su uso en la producción de alimentos (Departamento de agricultura de Estados Unidos 2015).

La Unión Europea regula los abonos orgánicos a través del Reglamento (UE) 2019/1009. Este reglamento establece criterios estrictos para la presencia de patógenos en los abonos orgánicos, además, toma en cuenta el límite de tolerancia de hongos fitopatógenos como Plamodiophora brasicae (Regulation EU 2019).

A continuación, en la Tabla 24 se compara los diferentes límites de concentración de patógenos en insumos orgánicos.

Tabla 24

Límites establecidos de patógenos por diferentes normativas en un fertilizante orgánico.

NMP: número más probable. UFC: Unidades formadores de colonias.

A pesar de las variaciones regionales, todas estas normativas comparten un mismo objetivo sobre minimizar los riesgos microbiológicos asociados con el uso de abonos orgánicos en la agricultura. En el caso del compostaje, el tratamiento térmico es fundamental para cumplir con estas normativas, garantizando que los abonos orgánicos sean seguros para su uso en la agricultura.

5.4. Manejo de productos microbianos

La bioseguridad en el compostaje es un aspecto crítico que garantiza que la manipulación de microorganismos, tanto aquellos presentes naturalmente como los introducidos, se realice de manera segura, protegiendo tanto a las personas como al medio ambiente. A continuación, se detallan las principales precauciones de seguridad:

5.4.1. Principales riesgos en la manipulación

Existen tres posibles escenarios de mayor riesgo (Figura 32), entre ellos está la inhalación de esporas y partículas de ciertos hongos, como Aspergillus que pueden ser liberadas al realizar el volteo manual del compost y puede provocar enfermedades respiratorias; otro factor es el contacto directo con la piel o mano-boca con los patógenos, en el caso de que el compostaje no alcanza las temperaturas adecuadas, patógenos como Salmonella y E. coli pueden sobrevivir y representar un riesgo al manipular el compost; y por último, puede existir la contaminación cruzada cuando los microorganismos patógenos presentes en el compost pueden entrar en contacto con el agua o los cultivos, representando un riesgo para la seguridad alimentaria (Brown, 2016; Burguet y Brito, 2013; Galdós et al., 2018).

Principales riesgos en la manipulación de microorganismos durante el compostaje.

5.4.2. Medidas de bioseguridad para el Manejo de Inoculantes Microbianos

Para minimizar los riesgos asociados a la manipulación de microorganismos en el compostaje, es fundamental seguir varias medidas de bioseguridad. El uso de Equipo de Protección Personal (EPP) es de suma importancia, incluye el uso de guantes para evitar el contacto directo con los microorganismos al actuar como barreras de protección; portar

Figura

la mascarilla previene la inhalación de esporas fúngicas o partículas; uso de las gafas de seguridad brindan protección a los ojos ante posibles salpicaduras y las batas o monos desechables que evitan la contaminación de la ropa (Pastorino et al. 2017; Chiong et al. 2018).

Por otro lado, la higiene personal y el lavado de manos es primordial ante el manejo del compost o de los residuos que van a ser compostados. Así mismo, se debe llevar a cabo el lavado de manos antes y después de haber manipulado los productos microbianos y la desinfección de las superficies de trabajo (Brown 2016).

Es importante realizar análisis microbiológicos regulares para verificar que los niveles de patógenos se mantengan dentro de los límites aceptables según las normativas locales e internacionales. En la Unión Europea, por ejemplo, el Reglamento (UE) 2019/1009 establece límites estrictos para la presencia de microorganismos patógenos en compost y productos orgánicos (Chiong et al. 2018; Galdós et al. 2018). Cabe mencionar que, la manipulación de microorganismos para la inoculación en el proceso de compostaje debe ser realizada en un laboratorio equipado para llevar a cabo, la esterilización de todo el material utilizado mediante calor húmedo en autoclave a 121ºC durante 20 minutos (Brown 2016; Chiong et al. 2018).

5.4.3. Almacenamiento

Para un correcto almacenamiento se debe mantener los productos en lugares frescos, secos y bien ventilados. En el caso de los inoculantes comerciales, se debe seguir las indicaciones del fabricante en cuanto a temperatura y humedad. Para el almacenamiento de los microorganismos no comerciales, se debe almacenar en condiciones adecuadas (temperatura, humedad, luz) según las especificaciones de su origen y etiquetar claramente todos los recipientes con información detallada sobre el contenido, fecha de recolección y condiciones de almacenamiento (Burguet & Brito, 2013; Dong et al., 2022; Wan et al., 2020).

En relación con los microorganismos recolectados de diferentes ambientes, el almacenamiento difiere para bacterias, hongos y actinomicetos, donde es crucial mantener condiciones que preserven su viabilidad y funcionalidad a largo plazo (Tabla 25). Cabe mencionar que, en todos los casos, es importante evitar cambios bruscos de temperatura y proteger las muestras de la luz directa y de condiciones que puedan inducir oxidación o contaminación.

Almacenamiento de los microorganismos a corto y largo plazo.

Fuente: Hahn et al., 2019; Meenakshi et al., 2024; Scognamiglio et al., 2010

Tabla

Bibliografía

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DINÁMICA DEL COMPOSTAJE Uso efectivo de microorganismos

COMPOSTAJE DINÁMICA DEL

Uso efectivo de microorganismos

DEL

COMPOSTAJE DINÁMICA

DEL

COMPOSTAJE DINÁMICA

Figuras

Indice Tablas

Prólogo

Introducción

BIBLIOGRAFÍA

CAPÍTULO 1

1.1. Elaboración del compostaje

Etapa de maduración

1.3. Factores que influyen

pH

Temperatura

Microorganismos perjudiciales

1.4.1. Residuos agrícolas

1.5.1. Compostaje en contenedores

BIBLIOGRAFÍA

2. Uso de microorganismos benéficos en el compostaje

2.1. Bacterias

2.2. Hongos

2.4. Microalgas

BIBLIOGRAFÍA

3.1. Bioprospección

Identificación de la zona geográfica de estudio

3.2. Métodos de cultivo de microorganismos

Métodos de identificación

3.3.1. Microscopía

BIBLIOGRAFÍA

INOCULACIÓN DE ACTINOMICETOS

INOCULACIÓN DE HONGOS

Clasificación taxonómica

Clasificación taxonómica

INOCULACIÓN DE BACTERIAS

en el compostaje

Bibliografía

5.1. Bioinsumos en la agricultura sostenible

5.2. Concentración Mínima de Metales Pesados

5.3. Tolerancia de microorganismos patógenos