Issuu

Leczenie Ran Polish Journal of Wound Management Kwartalnik

Zeszyt 3

Tom 20

Rok 2023

ISSN: 1733-4101 eISSN: 1733-7607

MEiN: 20 IC: 77,91

s. 89

s. 103

s. 114

Larval therapy in wound management

Rola banków tkanek – przeszczepy alogenicznej skóry ludzkiej

The potential use of Lucilla sericata larvae in diabetic foot syndrome

Leczenie Ran Polish Journal of Wound Management

ISSN: 1733-4101 | e-ISSN: 1733-7607

Redakcja

Finn Gottrup

Redaktor naczelny 0000-0001-8380-9371 Arkadiusz Jawień

Tomasz Grzela

University of Southern Denmark, Copenhagen Wound Healing Centre, Bispebjerg University Hospital, Copenhagen, Denmark

Katedra i Klinika Chirurgii Naczyniowej i Angiologii, Szpital Uniwersytecki Nr 1 im. dr. A. Jurasza w Bydgoszczy, e-mail: ajawien@ceti.com.pl

0000-0001-8519-4868 Katedra i Zakład Histologii i Embriologii, Centrum Biostruktury, Warszawski Uniwersytet Medyczny, Polska

Tomasz Karpiński

0000-0001-6599-9204 Katedra i Zakład Mikrobiologii Lekarskiej, Uniwersytet Medyczny im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu, Polska

Zastępcy redaktora naczelnego Maria T. Szewczyk 0000-0002-0511-0685

Katedra Pielęgniarstwa Zabiegowego, Collegium Medicum UMK, Szpital Uniwersytecki nr 1 im. dr. A. Jurasza w Bydgoszczy

Beata Mrozikiewicz-Rakowska

0000-0002-1160-9204 Klinika Diabetologii i Chorób Wewnętrznych, Warszawski Uniwersytet Medyczny

Maciej Sopata

Katedra i Klinika Medycyny Paliatywnej, Hospicjum Stacjonarne Uniwersytetu Medycznego im. Karola Marcinkowskiego w Poznaniu

Mariusz Kózka

Anna Korzon-Burakowska

0000-0002-5655-1798 Katedra Nadciśnienia Tętniczego i Diabetologii, Gdański Uniwersytet Medyczny, Polska

Maria Kózka

0000-0002-5165-6929 Instytut Pielęgniarstwa i Położnictwa, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie, Polska

Christine J. Moffatt

0000-0002-2436-0129 Centre for Research and Implementation of Clinical Practice, London, United Kingdom Nottingham University Hospitals, NHS Trust, Nottingham, United Kingdom

Paulina Mościcka

Oddział Kliniczny Chirurgii Naczyniowej, Szpital Uniwersytecki w Krakowie

0000-0002-0128-5533 Katedra Pielęgniarstwa Zabiegowego, Wydział Nauk o Zdrowiu, Collegium Medicum w Bydgoszczy, Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu, Polska

Sekretarz Redakcji Katarzyna Cierzniakowska

0000-0002-4657-8321 Katedra Pielęgniarstwa Zabiegowego, Collegium Medicum UMK, Szpital Uniwersytecki nr 2 im. dr. J. Biziela w Bydgoszczy, e-mail: katarzyna.cierzniakowska@biziel.pl

Konsultant ds. statystyki Andrzej Tukiendorf

Harikrishna K.R. Nair

Wound Care Unit, Department of Internal Medicine, Specialist Complex and Ambulatory Care Centre (SCACC), Hospital Kuala Lumpur, Kuala Lumpur, Malaysia

Andrea Pokorná

0000-0002-1305-6455 Department of Nursing and Midwifery, Faculty of Medicine, Masaryk University, Brno, Czech Republic

Angelo Scuderi

Pracownia Biostatystyki Klinicznej, Zakład Radioterapii, Narodowy Instytut im. Marii Skłodowskiej-Curie w Gliwicach

Sao Paulo, Brasil

Anna Sobieszek-Kundro

0000-0002-8938-5263 Oddział Dermatologiczny, Wojewódzki Szpital Zespolony w Elblągu, Polska

Redaktorzy językowi Timothy Alexander Monika Ślusarska

Anna Spannbauer

Rada Naukowa Magdalena Annersten Gershater

Hakan Uncu

0000-0002-7745-5754 Klinika Chirurgii, Wydział Nauk o Zdrowiu, Instytut Fizjoterapii, Uniwersytet Jagielloński Collegium Medicum w Krakowie, Polska

Elżbieta Tomaszewska

Oddział Opieki Paliatywnej, Hospicjum Palium w Poznaniu, Polska

0000-0003-4395-2522 Department of Care Science, Faculty of Health and Society, Malmö University, Malmö, Sweden

Dariusz Bazaliński

0000-0003-1717-1319 Instytut Nauk o Zdrowiu, Kolegium Nauk Medycznych, Uniwersytet Rzeszowski, Rzeszów, Polska

Piotr Ciostek

0000-0001-7461-0221 Katedra i Klinika Chirurgii Ogólnej i Naczyniowej, Warszawski Uniwersytet Medyczny, Polska

Gaye Filinte

0000-0003-2583-2922 Plastic, Reconstructive and Aesthetic Surgery Department, Faculty of International Medicine, University of Health Sciences, Istanbul, Turkey Kartal Dr Lütfi Kırdar City Hospital, Kartal Burn and Wound Centre, Istanbul, Turkey

Eugenia Gospodarek

0000-0003-0334-7520 Katedra Mikrobiologii, Collegium Medicum w Bydgoszczy, Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu, Polska

Wydawca

Wydawnictwo Moc Media ul. Mokra 2/51 03-562 Warszawa, Polska e-mail: biuro@mocmedia.eu na prośbę Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran | Polish Wound Management Association

Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, Ankara University School of Medicine, Ankara, Turkey

Tomasz Urbanek

0000-0002-5044-9186 Katedra i Klinika Chirurgii Ogólnej, Naczyń, Angiologii i Flebologii, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach, Polska

Peter Vowden

0000-0002-7068-6859 Faculty of Life Sciences, University of Bradford, and Honorary Consultant Vascular Surgeon, Bradford Royal Infirmary, Bradford, United Kingdom

Oficjalne czasopismo naukowe Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran członka Europejskiego Towarzystwa Leczenia Ran www.pjwm.mocmedia.eu Dostęp do artykułów publikowanych w czasopiśmie jest otwarty Wersja papierowa czasopisma jest wersją referencyjną

CEO Moc Media Sylwia Chrabałowska e-mail: s.chrabalowska@mocmedia.eu

Dział Prenumerat Czasopism journals@mocmedia.eu

Sekretarz Redakcji Moc Media Monika Szymor e-mail: m.szymor@mocmedia.eu

Marketing Emilia Kowalska e-mail: ekowalska@crockettmedia.pl

Spis treści EDITORIAL PAPER

Diabetic foot ulcers: recent advances and future directions David G. Armstrong

GUIDELINES

89 Statement of the Polish Wound Management Association on larval therapy in wound management Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Mariusz Tusiński, Przemysław Lipiński , Dariusz Bazaliński, Jolanta Dynarska, Lidia Czwakiel, Aneta Zymon, Bożena Mospan, Katarzyna Malinowska, Maciej Sopata, Arkadiusz Jawień

A89 Stanowisko Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran na temat terapii larwalnej ran Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Mariusz Tusiński, Przemysław Lipiński , Dariusz Bazaliński, Jolanta Dynarska, Lidia Czwakiel, Aneta Zymon, Bożena Mospan, Katarzyna Malinowska, Maciej Sopata, Arkadiusz Jawień ARTYKUŁ ORYGINALNY | ORIGINAL PAPER

96 Analiza flory mikrobiologicznej owrzodzeń kończyn dolnych u pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w roku 2022 Analysis of the microbial flora of lower limb ulcers in patients hospitalized in the Department of Dermatology of the Provincial Integrated Hospital in Elbląg in 2022 Monika Leończyk-Spórna, Dominika Czarnecka, Anna Sobieszek-Kundro, Halina Serafin, Tomasz Romanowski PRACE PRZEGLĄDOWE | REVIEW PAPERS

103 Rola banków tkanek w medycynie regeneracyjnej ze szczególnym uwzględnieniem przeszczepów alogenicznej skóry ludzkiej The role of tissue banks in regenerative medicine with particular emphasis on allogenic human skin grafts Anna Hepa-Banasik, Magdalena Szatan, Justyna Glik, Anna Słaboń, Marcin Gierek, Karolina Ziółkowska, Katarzyna Czerny, Artur Wielgórecki, Przemysław Strzelec, Agnieszka Klama-Baryła, Wojciech Łabuś

114 The potential use of Lucilla sericata larvae in the local treatment of wounds in diabetic foot syndrome – a literature review Dariusz Bazaliński, Kamila Pytlak, Paulina Szymańska, Karol Sieńczak

WWW.VALUEMED.PL

NOWY STANDARD KOMUNIKACJI W SEKTORZE HEALTHCARE

JUŻ WKRÓTCE!

WŁAŚCICIEL MARKI

Od Redakcji

Szanowni Państwo, kolejny tegoroczny numer „Leczenia Ran” to ze wszech miar interesująca publikacja zawierająca ciekawe artykuły, pochodzące nie tylko z naszego kraju. Artykuł redakcyjny napisał prof. D.G. Armstrong, zwracając uwagę na liczne postępy w diagnozowaniu i leczeniu stopy cukrzycowej oraz pojawiające się w tej dziedzinie nowe kierunki. Zachęcam Państwa do przeczytania nie tylko tego krótkiego artykułu, lecz także sięgnięcia po oryginalną pracę opublikowaną w JAMA w pierwszej połowie tego roku. To wspaniałe kompendium wiedzy z wieloma nowymi aspektami postępowania ze stopą cukrzycową. Z ogromną satysfakcją i zadowoleniem chcę zarekomendować Państwu stanowisko Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran w sprawie terapii larwalnej u chorych z ranami przewlekłymi. Wydaje się, że jest to pierwsza publikacja tego typu w literaturze światowej, dlatego przy braku podobnego stanowiska w czasopismach zagranicznych opracowanie to może zyskać uznanie poza granicami Polski. W zagadnienie to znakomicie wpisuje się kolejna praca przeglądowa zespołu prof. D. Bazalińskiego, mówiąca jednak już o zastosowaniu terapii larwalnej

w szczególnej sytuacji klinicznej – w tym przypadku w leczeniu stopy cukrzycowej. Praca ta dobrze koresponduje z wcześniejszym artykułem redakcyjnym prof. D.G. Armstronga i wskazuje na fakt, że larwoterapia umożliwia skrócenie podawania antybiotyków i czasu leczenia oraz ostatecznie może ograniczać liczbę amputacji. Lektura pozostałych prac przybliża nam wiedzę na temat flory mikrobiologicznej w owrzodzeniach kończyn dolnych oraz rolę banków tkanek w medycynie regeneracyjnej. Wydawałoby się, że to dwa od siebie odległe zagadnienia, a jednak w procesie postępowania z ranami przewlekłymi mamy z nimi do czynienia na co dzień i wiedza na ten temat jest nie tylko przydatna, ale powinna być ciągle pogłębiana. Wierzę, że najnowszy numer „Leczenia Ran” spełni Państwa oczekiwania naukowe i kliniczne. W imieniu Komitetu Redakcyjnego i Rady Naukowej „Leczenia Ran | Polish Journal of Wound Management” prof. Arkadiusz Jawień redaktor naczelny

From the Editor

Dear Readers, The current issue of “Leczenie Ran | Polish Journal of Wound Management” is an exciting publication with interesting articles, not only from our country. The editorial was written by Prof. D.G. Armstrong, highlighting numerous advances in diagnosing and treating diabetic foot and emerging new directions in this field. Please read this short article and reach out to the original paper published in JAMA in the first half of this year. It is a beautiful, comprehensive knowledge with many new aspects of diabetic foot management. With great satisfaction and pleasure, I recommend the Polish Wound Management Association position paper on larval therapy in patients with chronic wounds in Poland. It appears to be the first publication in the world literature, so in the absence of a similar position in foreign journals, this study may gain recognition outside Poland. Another review paper by Prof. D. Bazaliński’s team, which discusses the use of larval therapy in a specific clinical situation, in this case, in the treatment of diabetic foot, which fits in perfectly with this issue. This article corresponds

well with the earlier editorial paper by Prof. D.G. Armstrong and points to the fact that larval therapy has the potential to reduce antibiotic administration and treatment times and may ultimately reduce the number of amputations. Reading the other papers brings us closer to understanding the microbial flora in lower limb ulcers and the role of tissue banks in regenerative medicine. These are two distant topics, but in managing chronic wounds, we deal with them daily, and knowledge of them is not only practical but also should be continually deepened. I sincerely believe that the latest “Leczenie Ran | Polish Journal of Wound Management” issue will meet your scientific and clinical expectations. On behalf of the Editorial Committee and Scientific Council of the “Leczenie Ran | Polish Journal of Wound Management” Prof. Arkadiusz Jawień Editor-in-Chief

LECZENIE RAN 2023; 20 (3): 87–88

Editorial paper

DOI: 10.60075/lr.v20i3.48

Diabetic foot ulcers: recent advances and future directions David G. Armstrong Department of Surgery, Keck School of Medicine of the University of Southern California, CA, USA Address for correspondence David G. Armstrong, Department of Surgery, Keck School of Medicine of the University of Southern California, CA, USA, e-mail: armstrong@usa.net Received: 19.07.2023

Accepted: 30.07.2023

Diabetic foot ulcers (DFUs) remain a major complication of diabetes, affecting approximately 18.6 million people worldwide each year. As outlined in the comprehensive JAMA review [1] by Tze Woei Tan, Andrew Boulton, Sicco Bus and myself, DFUs lead to high rates of hospitalization, amputation, and death. Several recent advances provide hope for improved prevention and treatment of these debilitating wounds. Epidemiological studies have further delineated the disproportionate burden of DFUs and amputations among minorities and those of lower socioeconomic status. For example, long-term rates of major amputation were nearly 3-fold higher in Black vs. White Medicare beneficiaries in the United States. Efforts to address such disparities must remain a priority globally. Pathophysiologically, we now better understand that sensory, motor, and autonomic neuropathy contribute to callus formation and repetitive trauma during walking. These biomechanical factors, along with peripheral artery disease in approximately half of cases, culminate in tissue damage and ulcer formation. Regarding classification, the validated Wound, Ischemia, and foot Infection (WIfI) system now allows stratification of ulcers based on severity of tissue loss, ischemia, and infection. WIfI scores strongly predict amputation risk and help identify patients requiring urgent revascularization. This represents

a major advance in prognostication and communication between multidisciplinary team members. In terms of screening, annual foot exams by podiatrists for those at high risk are clearly beneficial. For example, new ulcer rates were 39% lower among those with prior podiatry care. At-home thermometry also shows promise as a simple, low-cost method for preventing recurrence. For treatment, multidisciplinary teams including podiatrists, infectious disease specialists, and vascular surgeons reduce major amputation rates up to 60% compared to usual care. This underscores the value of a coordinated approach. Offloading with total contact casting is underutilized but highly effective. Flexor tenotomy and Achilles lengthening may benefit select cases with localized plantar ulcers. Topical oxygen, placenta extracts, and advanced dressings can improve healing in some wounds. Revascularization within 2 weeks reduces major amputation risk 3-fold, highlighting the importance of timely referral. In summary, we have made strides in DFU epidemiology, classification, screening, multidisciplinary care, and advanced therapeutics. However, challenges remain in preventing initial and recurrent ulcers and overcoming disparities. Ongoing research into genetic, microbial, and immunologic factors may uncover new directions. Refining technologies such as smart socks with embedded sensors, intelligent offloading devices, wound imaging with artificial intelligence, and regenerative medicine approaches

This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International (CC BY-NC-SA 4.0). License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc-sa/4.0/).

David G. Armstrong

could transform care. While much progress has been made, the ultimate goal is preventing these disabling and deadly wounds in the first place. Looking ahead, emerging research suggests that alterations in the microbiome and cutaneous immune dysfunction may contribute to delayed healing in some DFUs. Characterizing the microbial ecology and immunologic profile of recalcitrant ulcers could lead to more targeted therapeutic approaches. Additionally, progress continues in regenerative medicine using stem cells and tissue-engineered skin constructs to restore the complex structure and function of damaged skin. Early studies showing improved healing with allogeneic adipose-derived stem cells and bilayered bioengineered skin substitutes represent exciting steps forward. As highlighted in our JAMA review, a paradigm shift toward personalized, precision care for DFUs

is needed. Rather than a one-size-fits-all protocol, understanding each patient’s distinct biomechanical, vascular, microbial, and immunologic profile promises individually tailored treatments [1]. Collaborations between podiatry, infectious disease, vascular surgery, immunology, microbiology, genetics, and regenerative medicine will accelerate the progress in this field. The potential to prevent limb loss and save lives is immense.

Disclosure The author declares no conflict of interest. References 1. Armstrong DG, Tan TW, Boulton AJM, Bus SA. Diabetic foot ulcers: A review. JAMA 2023; 330: 62–75. DOI: 10.1001/jama.2023.10578

LECZENIE RAN 2023; 20 (3): 89–95

Guidelines

DOI: 10.60075/lr.v20i3.43

Statement of the Polish Wound Management Association on larval therapy in wound management Beata Mrozikiewicz-Rakowska 1, Marcin Tusiński2, Przemysław Lipiński 3, Dariusz Bazaliński 4,5, Jolanta Dynarska6, Lidia Czwakiel7, Aneta Zymon8, Bożena Mospan9, Katarzyna Malinowska10, Maciej Sopata11, Arkadiusz Jawień 12,13 1 Department of Endocrinology, Medical Centre of Postgraduate Education, Warsaw, Poland 2 Celeris Medical Center, Krakow, Poland 3 Department of Wound Management, ARGO Medical Center, Lodz, Poland 4 Podkarpackie Specialist Oncology Centre. Specialist Hospital in Brzozow, Poland 5 Institute of Health Sciences, College of Medical Sciences, University of Rzeszow, Poland

6 Jolanta Dynarska Medical Center, Szczecin, Poland 7 St. Luke’s Provincial Hospital, SPZOZ in Tarnow, Poland 8 AZ MED Pain and Wound Treatment Centre, Krakow, Poland 9 Lubuskie Diabetes Centre Bożena Mospan, Zielona Gora, Poland 10 Fundation O!Rany, Medycyna Ran, Bydgoszcz, Poland 11 D epartment and Clinic of Palliative Medicine, Stationary Hospice of the Poznan University of Medical Sciences, Poland 12 Department of Vascular Surgery and Angiology, Collegium Medicum in Bydgoszcz, Nicolaus Copernicus University in Torun, Poland 13 Dr. A. Jurasz University Hospital No. 1 in Bydgoszcz, Poland Correspondence address Prof. Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Department of Endocrinology, Medical Centre of Postgraduate Education, 99/103 Marymoncka St., 01-813 Warsaw, Warsaw, Poland, e-mail: klinendo@cmkp.edu.pl Received: 1.08.2023

Aim Maggot debridement therapy (MDT) is a topical therapy for difficult-to-heal (chronic) wounds, recognised by scientific societies and healthcare system organisations in many countries for its contribution to the wound healing process [1, 2]. Maggot debridement therapy has been increasingly used in Poland for over a decade, both in outpatient and inpatient settings. By issuing this document, the Polish Wound Management Association supports the use of this method by physicians and nurses licensed to treat wounds, subject to separate regulations. With a view to continually improving the quality of wound management in Poland, the Association recognises the need to standardise the principles of this therapy. On account of the specific nature of MDT and wound treatment itself, the availability of scientific studies of the highest quality (i.e. randomised comparative studies) is very limited [3–7]. Consequently, this position statement relies on existing research findings including case reports, descriptions of case series, in vitro and basic science studies as well as the clinical experience of the authors. The authors have identified several areas of dispute regarding the application of MDT, not addressed in this paper, with respect to which available scientific

Accepted: 27.09.2023

evidence does not allow formulating an unambiguous position. Also, in a number of contentious matters, where a clear scientific rationale was lacking, the authors have adopted a cautious stance. Wound debridement using living Lucilia sericata larvae (MDT) is a safe and easy method to apply in clinical practice in both outpatient and inpatient care. Maggot debridement therapy is unique type of local therapy employing live insects in their larval stage [8, 9]. The key steps in preparing the wound bed include removing non-viable and necrotic tissue and reducing the bacterial burden. These measures help expedite the resolution of the inflammatory phase and promote an environment conducive to tissue healing and regeneration. The choice of the most appropriate wound debridement method should be based on factors including the origin of wound, wound condition, available resources, and the patient’s preferences [10–12].

Nomenclature In the English-language literature, the terms maggot debridement therapy (MDT) and larval debridement therapy (LDT) are the most common [8, 13]. Throughout this paper, the term maggot debridement

Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Marcin Tusiński, Przemysław Lipiński, et al.

therapy (MDT) is used. Other names referring to this type of treatment include larval therapy, larva therapy, larvae therapy, biodebridement, and biosurgery.

Mechanism of action Maggot debridement therapy has a multifaceted activity, producing mechanical, enzymatic, bactericidal and bacteriostatic effects, and promoting the healing process through direct physical contact of the larvae with the wound bed [13–15]. Immature larvae, which are unable to reproduce, are necrophagous. When residing within a wound, they feed actively and voraciously on necrotic tissue in the process of extracorporeal digestion. A single larva consumes approximately 25 mg of tissue over a 24-hour period [16]. The secretions produced by the larvae – known as defensins – are protein substances which possess bactericidal properties and promote wound healing processes within the wound bed. The strength of the proteolytic effects of the excretions and secretions, as well as their antibacterial, antibiofilm and anti-inflammatory activities and synergism with selected antibiotics, depend on the number of larvae in a specific area, type of microorganisms present, and the amount of exudate [13, 17–20].

Safety of therapy and medical staff qualifications Maggot debridement therapy is a safe method, carrying a low risk of adverse reactions, which are listed further down in the document. Maggot debridement therapy may be carried out exclusively by licensed nurses and physicians. According to the regulations in place, nurses without a master’s degree are required to complete a course in wound care.

Types of maggot debridement therapy Larvae used for MDT are available in two forms: free-range and contained (bagged). The choice of therapy type is at the discretion of the treatment provider. The main differences in therapy conducted with different forms of larvae are outlined in the Table I [13, 14, 19, 21, 22].

Ordering, transport and storage The manufacturer is responsible for the microbiological control and verification of the larval species [13, 23]. After receiving an order, the manufacturer prepares and delivers larvae according to the specifications (number and form of larvae) supplied 90

Table I. The differences in therapy conducted with different forms of larvae Free-range larvae (loose)

Contained larvae (packed in bags/pouches)

Penetration of all pockets, cavities and recesses in the wound

Application precisely at the desired site (maggots are not free to move in the wound)

More common feelings of revulsion compared with contained larvae

Less reluctance towards therapy from patients and medical staff compared with free-range larvae

More meticulous wound cleansing compared with contained larvae

Easier to secure the wound dressing

Reach maturity sooner than contained larvae

Reach maturity later than free-range larvae

May migrate out of the wound

Easy removal and disposal

by the treatment provider. For free-range larvae, the recommended dose is 5 to 10 larvae per square centimetre of wound surface area. Contained larvae are ordered by selecting the size and number of bags to suit the size and shape of the wound. The manufacturer is responsible for supplying larvae that are ready for application, i.e. viable and at the appropriate stage of development. To this end, the manufacturer ensures a cold supply chain and uses appropriate packaging during transport from the laboratory to the medical facility or the location where the larvae will be applied to the patient. The manufacturer must guarantee appropriate transport conditions and duration so that the manufacturer’s expiry date is reached no earlier than 24 hours after the larvae are supplied to the designated location. The product packaging should allow batch identification and include information about the quantity of larvae, manufacturing date, and expiry date. The attached informational materials should clearly state that treatment can only be conducted by medical professionals licensed to provide wound care. Larvae should be applied prior to the expiry date specified by the manufacturer; it is advisable to minimise the time between the delivery of larvae and their application. The storage of larvae during this period is the responsibility of the treatment provider. The recommended temperature range is 4–8oC. Immediately prior to application, larval viability must be checked by visual assessment of motility. In cases of doubt about the viability of the larvae, the assessment can be repeated after warming the © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Larval therapy in wound management

container to room temperature. Larvae must not be applied to the wound if any doubt remains as to whether they are viable.

Patient preparation [21, 22] Informed written consent for the use of MDT must be obtained from the patient or legal guardian. Before the application of larvae, the patient and caregiver should be provided with detailed information about: • purpose and expected benefits of MDT, • mechanism of action of MDT, • procedure and conduct during therapy, • course of therapy, including the recommended actions to be taken (e.g. changing the secondary dressing), • potential discomfort associated with an unpleasant odour, seeing larvae migrate from the dressing, etc., • possible adverse reactions associated with therapy and ways to mitigate them, • forms of communication with the treatment provider.

Preparation of wound and surrounding tissues [13, 14, 16, 21] In wounds with a significant amount of necrotic tissue, we recommend pretreatment of the wound area by sharp debridement prior to the application of larvae. Before the larvae are placed on the wound, it should be cleansed with a neutral solution, and loose fragments of dead tissue, exudate, and fibrin should be removed mechanically (Fig. 1A). Because the substances secreted have irritant effects, it is advisable to protect the skin around the wound. Depending on wound type and location, and the individual characteristics of the patient’s skin, suitable skin protection products may include zinc-based ointments or pastes, stoma paste or hydrocolloid dressings (Fig. 1B).

Principles of larval application [13, 14, 21] A. Free-range larvae The two most commonly used methods of applying free-range larvae are described below: 1) using a pipette: Add the saline solution to the vial, rinsing the larvae off the walls and stopper so that they sink to the bottom. Next, use a sterile disposable Pasteur © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

pipette to draw up the fluid containing larvae and apply it into the wound (Fig. 2A). A single “thick” droplet contains 40 to 50 larvae. This type of application makes it easier to control the number of larvae placed in several wounds at the same time (Fig. 2B); 2) by rinsing: Fold a sterile non-woven gauze pad into a boat shape. Add the saline solution to the vial, rinsing the larvae off the walls and stopper so that they sink to the bottom. Next, transfer the liquid slowly to the gauze pad, draining off the larvae. Repeat the rinsing process until all biological material has been collected on the gauze. Invert the gauze pad and place it over the wound so that the biological material is in direct contact with the wound. After applying the larvae, cover the wound with a few layers of moist, sterile non-woven gauze. In the next step, apply gauze to an area larger than the wound and secure it with a bandage and plaster tape to prevent the dressing from slipping off during treatment. This is the primary wound dressing that should not be removed during MDT, unless there is an important reason to do so. Place a secondary (absorbent) dressing made of gauze, or a commercially available superabsorbent dressing, on top and fix it to the primary dressing. B. Contained larvae Remove the bags (pouches) from the transport vial using a smooth-surfaced instrument to avoid perforation, and position them on the prepared wound bed (Fig. 1C). Secure the bags in place on the wound using a bandage to protect them from unintended shifting, but without applying excessive pressure (Fig. 1D, E). Fix the bandage with plaster tape. Place a secondary (absorbent) dressing made of gauze, or a commercially available superabsorbent dressing, on top and fix it to the primary dressing (Fig. 1F). Fasten the secondary dressing securely (Fig. 1G, H).

Patient management during maggot debridement therapy [13, 16, 21, 22] The secondary dressing should be changed depending on the amount of exudate (usually 1 to 4 times a day) to minimize the risk of irritation in the wound area and improve the patient’s comfort by removing excess foul-smelling exudate. When changing the secondary dressing, the primary dressing should be moistened with either water for injection or saline solution: always on the first day, and optionally also on subsequent days of therapy, 91

Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Marcin Tusiński, Przemysław Lipiński, et al.

Figure 1. An example of dressing application for maggot debridement therapy. Ulceration on the anterolateral surface of the right shin. Larvae in closed form (in a bag). A) Before application, wash the wound with an inert liquid and mechanically clean from free fragments of dead tissue, exudate and fibril. B) The skin adjacent to the ulcer can be protected a thin layer of zinc cream. C) After extraction from the transport container, the bag with the larvae should be placed on the wound guided by its shape. D, E) Then, using the first single layer of crepe or knitted bandage, attach the dressing to the wound without applying pressure. F) On the first single layer of the bandage should be placed a beaten loosely moistened sterile gauze as a secondary dressing. G, H) Then protect the whole with a single layer of bandage crepe or knitted fabric additionally covered with thin cotton sleeves

Larval therapy in wound management

depending on the amount of exudate, to maintain a moist environment.

Post-therapy management Larvae should be removed on the third or fourth day after application. Remove the dressing and pull the dressing off the wound together with the free-range or contained larvae. Wash away any free larvae remaining in the wound with saline solution and remove them mechanically. Place all removed material in a medical waste bag. Apply isopropyl alcohol (a disinfectant) into the bag, as needed. Seal the bag tightly and dispose of according to the site’s medical waste disposal procedure. After cleaning the wound and skin around the wound of any debris, initiate the follow-up treatment plan. Maggot debridement therapy can be repeated until the desired clinical outcome is achieved.

Indications Maggot debridement therapy is indicated in the treatment of wounds of known origin, without the contraindications listed below, which require debridement and preparation for further treatment modalites [1, 8, 9, 12, 14, 15, 23, 26]. A

The above indications include: • wounds due to diabetic foot ulcers (of neuropathic, mixed and ischaemic origin), after prior revascularisation treatment, Maggot debridement therapy in the management of diabetic foot ulcers reduces the duration of debridement and expedites the healing process [5, 20]. • lower leg ulcers (of arterial, venous, and mixed origin) after prior revascularisation treatment, Maggot debridement therapy in the management of venous ulcers reduces the duration of debridement, but has no impact on the healing time [3, 4, 6, 7]. • pressure ulcers, Maggot debridement therapy in the management of pressure ulcers reduces the duration of debridement, but data are lacking to determine whether it impacts the healing time [24]. • other wounds meeting the above criterion [13]. Maggot debridement therapy should be used as a technique of wound preparation for subsequent treatment stages, such as negative pressure therapy, intermediate-thickness skin grafting, or skin flap coverage.

Figure 2. Free larvae application using a disposable pipette (A) and syringe (B) Source: photo by Marcin Tusiński © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Marcin Tusiński, Przemysław Lipiński, et al.

Contraindications [8, 9, 13, 25, 27] • • • • • • • •

• • • • • • • • •

Wound of undetermined origin. Suspected or confirmed autoimmune or autoinflammatory origin of wound. Presence of cancer/cancerous infiltration in the wound bed or margins. Wound of ischemic origin without prior successful revascularisation therapy. Anaemia requiring blood product transfusion. Dry necrosis in the wound. Immediate anatomical proximity to major vessels. Potential wound communication with body cavity (peritoneal cavity, pleural cavity, pericardium, mediastinum). Active bleeding in the wound area. Infection (including systemic infection) spreading beyond the wound bed. Fever. Uncontrolled pain associated with the presence of wound prior to the initiation of MDT. Adverse reactions during previous MDT. No possibility to relieve wound tension. Lack of adherence from patient and/or his/her legal guardians. No possibility to obtain informed consent from the patient or legal guardian. Pregnancy.

Relative contraindications •

• •

•

Pressure at the site of larval application, associated with the risk of destruction of biological material. Previous spontaneous bleeding from wound. The benefit-to-risk ratio should be carefully evaluated on a case-by-case basis in patients with coagulation disorders and on antiplatelet and anticoagulant therapy [3]. Maggot debridement therapy should not be used as the sole method of treating wound infections. For infections contained within the wound, MDT can be employed as an adjunct to conventional antimicrobial treatment [6, 18, 20]. In patients treated with compression therapy, we recommend discontinuing it for the duration of MDT, unless there is a significant risk of wound deterioration. During the temporary break in compression therapy, elevation of the limb is the appropriate treatment [3, 4].

Adverse reactions Maggot debridement therapy is associated with a very small number of severe adverse reactions. 94

The most common adverse reactionsinclude [7, 13, 16, 28]: • irritation and maceration of surrounding skin, • red skin, • oedema in the wound area, • pain, • pruritus. Less common adverse reactions include: • increased temperature or fever, • minor bleeding, • severe bleeding requiring management of blood vessel trapped in necrotic tissue.

Disclosure The authors declare no conflict of interest. References 1. von Beckerath O, Kanya S, Gäbel G, et al. Use of maggot debridement therapy in hospitalised patients in Germany. Int Wound J 2020; 17: 10–15. DOI: 10.1111/iwj.13204. 2. Probst S, Seppänen S, Gerber V, et al. EWMA document: home care – wound care. J Wound Care 2014; 23 (Suppl. 5a): S1–S44. 3. Davies CE, Woolfrey G, Hogg N, et al. Maggots as a wound debride ment agent for chronic venous leg ulcers under graduated compres sion bandages: A randomised controlled trial. Phlebology 2015; 30: 693–699. DOI: 10.1177/0268355514555386. 4. Dumville JC, Worthy G, Bland JM, et al. Larval therapy for leg ulcers (VenUS II): randomized controlled trial. BMJ 2009; 338: b773. DOI: 10.1136/bmj.b773. 5. Malekian A, Esmaeeli Djavid G, Akbarzadeh K, et al. Efficacy of Maggot Therapy on Staphylococcus aureus and Pseudomonas ae ruginosa in Diabetic Foot Ulcers: A Randomized Controlled Trial. J Wound Ostomy Continence Nurs 2019; 46: 25–29. DOI: 10.1097/ WON.0000000000000496. 6. Mudge E, Price P, Walkley N, Harding KG. A randomized controlled trial of larval therapy for the debridement of leg ulcers: results of a multicenter, randomized, controlled, open, observer blind, parallel group study [published correction appears in Wound Repair Regen 2014; 22: 290. Neal, Walkley [corrected to Walkley, Neal]]. Wound Repair Regen 2014; 22: 43–51. DOI: 10.1111/wrr.12127. 7. Opletalová K, Blaizot X, Mourgeon B, et al. Maggot therapy for wound debridement: a randomized multicenter trial. Arch Dermatol 2012; 148: 432–438. DOI: 10.1001/archdermatol.2011.1895. 8. Jafari A, Hosseini SV, Hemmat HJ, Khazraei H. Lucillia Sericata larval therapy in the treatment of diabetic chronic wounds. J Diabetes Metab Disord 2022; 21: 305–312. DOI: 10.1007/s40200-022-00973-w. 9. Moya-López J, Costela-Ruiz V, García-Recio E, et al. Advantages of Maggot Debridement Therapy for Chronic Wounds: A Bibliographic Review. Adv Skin Wound Care 2020; 33: 515–525. DOI: 10.1097/01. ASW.0000695776.26946.68. 10. Sibbald RG, Elliott JA, Persaud-Jaimangal R, et al. Wound bed preparation 2021. Adv Skin Wound Care 2021; 34: 183–195. 11. Atkin L, Bućko Z, Conde Montero E, et al. Implementing TIMERS: the race against hard-to-heal wounds. J Wound Care 2019; 28 (3 Suppl. 3): 1-49.L. 12. Skórka M, Bazaliński D, Gajdek M, et al. Debridement of hard-to-heel wounds provided in the home-care setting. Practical and legal possibilities. Leczenie Ran 2022; 19: 84–93. DOI: 10.5114/lr.2022.120199. 13. Sherman RA. Mechanisms of maggot-induced wound healing: what do we know, and where do we go from here? Evid Based. Complement Alternat Med 2014; 2014: 592419. 14. Sherman RA, Shimoda KJ. Presurgical maggot debridement of soft tissue wounds is associated with decreased rates of postoperative infection. Clin Infect Dis 2004; 39: 1067–1070. DOI: 10.1086/423806. © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Larval therapy in wound management

15. Elraiyah T, Domecq JP, Prutsky G, et al. A systematic review and meta-analysis of débridement methods for chronic diabetic foot ulcers. J Vasc Surg 2016; 63 (2 Suppl): 37S–45S.e2. DOI: 10.1016/j.jvs.2015.10.002. 16. Bazaliński D, Kózka M, Karnas M, Więch P. Effectiveness of Chronic Wound Debridement with the Use of Larvae of Lucilia Sericata. J Clin Med 2019; 8: 1845. DOI: 10.3390/jcm8111845. 17. Tombulturk FK, Kanigur-Sultuybek G. A molecular approach to maggot debridement therapy with Lucilia sericata and its excretions/secretions in wound healing. Wound Repair Regen 2021; 29: 1051–1061. DOI: 10.1111/wrr.12961. 18. Gazi U, Taylan-Ozkan A, Mumcuoglu KY. The effect of Lucilia sericata larval excretion/secretion (ES) products on cellular responses in wound healing. Med Vet Entomol 2021; 35: 257–266. DOI: 10.1111/ mve.12497. 19. Bazaliński D, Skórka M, Szymańska P, et al. Lucilia sericata defensins and their capacity to stimulate wound regenerative processes. A review of the literature and our own observations. Leczenie Ran 2022; 19: 94–105. DOI: 10.5114/lr.2022.120200. 20. Sun X, Chen J, Zhan J, et al. Maggot debridement therapy promotes diabetic foot wound healing by up-regulating endothelial cell activity. J Diabetes Complications 2016; 30: 318–322 21. Szewczyk M, Cwajda-Białasik J, Mościcka P, et al. Treatment of pressure ulcers – recommendations of the Polish Wound Management Association. Part II. Leczenie Ran. 2020; 18: 151–184. DOI: 10.5114/lr.2020.103116.

22. Bazaliński D. Skuteczność terapii biologicznej z wykorzystaniem larw Lucilia sericata w leczeniu ran przewlekłych u chorych w opiece długoterminowej i paliatywnej. Wydawnictwo Uniwersytetu Rzeszowskiego, Rzeszów 2019. 23. Zarchi K, Jemec GBE. The efficacy of maggot debridement therapy a review of comparative clinical trials. Int Wound J 2012; 9: 469–477. 24. Sherman RA. Maggot versus conservative debridement therapy for the treatment of pressure ulcers. Wound Repair Regen 2002; 10: 208–214. DOI: 10.1046/j.1524-475x.2002.10403 25. Morozov AM, Sherman RA. Survey of patients of the Tver region of Russia regarding maggots and maggot therapy. Int Wound J 2019; 16: 401–405. 26. Shi E, Shofler D. Maggot debridement therapy: a systematic review. Br J Community Nurs 2014; Suppl Wound Care: S6–13. 27. Tian X, Liang XM, Song GM, et al. Maggot debridement therapy for the treatment of diabetic foot ulcers: a meta-analysis. J Wound Care 2013; 22: 462–469. DOI: 10.12968/jowc.2013.22.9.462. 28. Mumcuoglu KY, Davidson E, Avidan A, Gilead L. Pain related to maggot debridement therapy. J Wound Care 2012; 21: 400, 402, 404–405.

LECZENIE RAN 2023; 20 (3): A89–A95

Wytyczne

DOI: 10.60075/lr.v20i3.43

Stanowisko Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran na temat terapii larwalnej ran Beata Mrozikiewicz-Rakowska 1, Marcin Tusiński2, Przemysław Lipiński 3, Dariusz Bazaliński 4,5, Jolanta Dynarska6, Lidia Czwakiel7, Aneta Zymon8, Bożena Mospan9, Katarzyna Malinowska10, Maciej Sopata11, Arkadiusz Jawień 12,13 1 Klinika Endokrynologii, Centrum Medyczne Kształcenia Podyplomowego w Warszawie, Polska 2 Centrum Medyczne Celeris w Krakowie, Polska 3 Pracownia Leczenia Ran, ARGO Centrum Medyczne w Łodzi, Polska 4 Szpital Specjalistyczny w Brzozowie, Podkarpacki Ośrodek Onkologii, Polska 5 Instytut Nauk o Zdrowiu, Kolegium Nauk Medycznych, Uniwersytet Rzeszowski, Polska 6 Centrum Medyczne Jolanta Dynarska w Szczecinie, Polska 7 Szpital Wojewódzki im. św. Łukasza, SPZOZ w Tarnowie, Polska

Cel opracowania Wykorzystanie terapii larwalnej rany (TLR) w procesie leczenia jest uznaną przez międzynarodowe towarzystwa naukowe oraz systemy opieki zdrowotnej wielu krajów metodą terapii miejscowej ran trudno gojących się (przewlekłych) [1, 2]. Od ponad dekady TLR jest coraz powszechniej stosowana w Polsce – zarówno w warunkach ambulatoryjnych, jak i szpitalnych. Polskie Towarzystwo Leczenia Ran niniejszym dokumentem wspiera stosowanie tej metody przez lekarzy i pielęgniarki uprawnione do leczenia ran na podstawie odrębnych przepisów. Mając na względzie stałe podnoszenie jakości leczenia ran w naszym kraju, Towarzystwo dostrzega konieczność usystematyzowania zasad tej formy terapii. Specyfika omawianej metody oraz specyfika samego leczenia ran powodują, że dostępna liczba badań naukowych najwyższej jakości, tj. porównawczych badań z randomizacją, jest bardzo ograniczona [3–7]. Niniejsze stanowisko powstało zatem na podstawie wyników dostępnych badań, w tym opisów przypadków, opisów serii przypadków, badań in vitro i badań z zakresu nauk podstawowych, a także doświadczenia klinicznego autorów.

8 AZ MED Centrum Leczenia Bólu i Ran w Krakowie, Polska 9 Lubuskie Centrum Diabetologii Bożena Mospan, Zielona Góra, Polska 10 Fundacja O!Rany, Medycyna Ran w Bydgoszczy, Polska 11 K atedra i Klinika Medycyny Paliatywnej, Hospicjum Stacjonarne Uniwersytetu Medycznego im. K. Marcinkowskiego w Poznaniu 12 Katedra i Klinika Chirurgii Naczyniowej i Angiologii, Collegium Medicum w Bydgoszczy, Uniwersytet Mikołaja Kopernika w Toruniu, Polska 13 Szpital Uniwersytecki nr 1 im. dr. A. Jurasza w Bydgoszczy, Polska Adres do korespondencji prof. Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Klinika Endokrynologii, Centrum Medyczne Kształcenia Podyplomowego, ul. Marymoncka 99/103, 01-813 Warszawa, Polska e-mail: klinendo@cmkp.edu.pl Nadesłano: 1.08.2023

Zaakceptowano: 27.09.2023

Autorzy identyfikują różne obszary sporne dotyczące stosowania TLR, nieomówione w niniejszym dokumencie, co do których dostępne dowody naukowe nie pozwoliły na zajęcie jednoznacznego stanowiska. W niektórych zagadnieniach budzących kontrowersje wśród autorów, przy braku wystarczających przesłanek naukowych, przyjęto stanowisko o charakterze zachowawczym. Opracowanie rany z wykorzystaniem larw muchy Lucilia sericata (terapia larwalna rany) jest metodą bezpieczną i łatwą do zastosowania w praktyce klinicznej w lecznictwie ambulatoryjnym i zamkniętym. Jest to szczególna forma miejscowej terapii wykorzystująca żywą postać owada w stadium larwalnym [8, 9]. Przygotowanie łożyska rany poprzez eliminację zdewitalizowanych i nekrotycznych tkanek oraz zmniejszenie obciążenia bakteryjnego jest kluczowym działaniem w celu skrócenia fazy zapalnej i stworzenia warunków do gojenia i regeneracji tkanek. Decyzja o wyborze optymalnego sposobu oczyszczania rany powinna być podejmowana z uwzględnieniem etiologii oraz stanu rany, dostępnych zasobów, jak również preferencji pacjenta [10–12].

A89

Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Marcin Tusiński, Przemysław Lipiński i wsp.

Nazewnictwo W piśmiennictwie anglojęzycznym najpowszechniej stosowane są terminy maggot debridement therapy (MDT) oraz larval debridement therapy (LDT) [8, 13]. W niniejszym opracowaniu proponujemy użycie polskiej nazwy „terapia larwalna rany”, w skrócie TLR. Za poprawne uważamy również takie określenia, jak „terapia z wykorzystaniem larw”, „biochirurgia z zastosowaniem larw” i „larwoterapia”.

Mechanizm działania Terapia larwalna rany opiera się na działaniu wielokierunkowym: mechanicznym, enzymatycznym, bakteriobójczym i bakteriostatycznym, a także na zjawisku wspomagania procesu gojenia przez kontakt fizyczny larw z łożyskiem rany [13–15]. Niedojrzałe i niezdolne do rozmnażania larwy są nekrofagami. Przez okres bytowania w ranie, żywiąc się aktywnie i agresywnie martwą tkanką, którą trawią zewnątrzustrojowo, przyswajają w ciągu 24 godzin ok. 25 mg tkanki w przeliczeniu na jednego osobnika [16]. Wydzieliny produkowane przez larwy (tzw. defensyny) są substancjami białkowymi o działaniu bakteriobójczym oraz stymulującym procesy naprawcze w łożysku rany. Siła działania proteolitycznego wydalin i wydzielin, a także ich aktywność antybakteryjna, antybiofilmowa, przeciwzapalna oraz synergizm z wybranymi antybiotykami są uzależnione od liczby larw na określonym obszarze, rodzaju obecnych drobnoustrojów oraz ilości wysięku [13, 17–20].

Bezpieczeństwo terapii i kompetencje personelu Terapia larwalna rany jest metodą bezpieczną i obarczoną niewielkim ryzykiem wystąpienia działań niepożądanych, które zostały wymienione w dalszej części dokumentu. Terapia larwalna rany może być prowadzona wyłącznie przez osobę posiadającą prawo wykonywania zawodu pielęgniarki lub lekarza. Pielęgniarka nieposiadająca tytułu magistra pielęgniarstwa powinna zgodnie z przepisami ukończyć kurs leczenia ran.

Formy terapii larwalnej rany Dostępne są dwie formy przygotowania larw do stosowania w TLR: larwy wolne i larwy zamknięte. Wybór formy zastosowanej w konkretnym przypadku należy do osoby prowadzącej leczenie. Podstawowe różnice w specyfice terapii przy użyciu każdej z form przedstawiono w tabeli I [13, 14, 19, 21, 22]. A90

Tabela I. Różnice w terapii prowadzonej za pomocą różnych form larw Larwy wolne (w formie luźnej)

Larwy zamknięte (w saszetkach, torebkach)

docierają do wszystkich kieszeni, zagłębień, zachyłków rany

aplikacja dokładnie w wybranym miejscu (larwy nie przemieszczają się w ranie)

łatwiej mogą wzbudzić odrazę niż larwy zamknięte

mniejsza niechęć pacjenta i personelu medycznego niż przy larwach wolnych

dokładniej oczyszczają ranę niż larwy zamknięte

łatwiejsze zabezpieczenie opatrunku

szybciej osiągają dojrzałość niż larwy zamknięte

później osiągają dojrzałość niż larwy wolnee

niekiedy mogą wydostać się poza opatrunek

łatwość usunięcia i utylizacji

Zamówienie, transport i przechowywanie Producent zapewnia kontrolę mikrobiologiczną i gatunkową produktu. Na zamówienie przygotowuje i dostarcza larwy w liczbie i formie określonej przez osobę prowadzącą terapię. Dla larw wolnych zalecana ilość to 5–10 sztuk larw na centymetr kwadratowy rany. Larwy zamknięte zamawia się, dobierając rozmiar i liczbę torebek do rozmiaru i kształtu rany [13, 23]. Na producencie spoczywa odpowiedzialność za dostarczenie larw gotowych do aplikacji, tj. żywych i we właściwym stadium rozwoju. Aby to osiągnąć, producent zapewnia tzw. zimny łańcuch dostaw i właściwe opakowanie w czasie transportu ze swojego laboratorium do placówki medycznej lub miejsca pobytu chorego, gdzie larwy będą aplikowane. Producent powinien zapewnić takie warunki i tempo transportu, aby określony przez niego termin ważności upływał nie wcześniej niż 24 godziny od dostarczenia larw we wskazane miejsce. Opakowanie produktu powinno umożliwiać identyfikację partii, określać liczbę larw, datę wytworzenia i termin przydatności. Załączone materiały informacyjne powinny wyraźnie wskazywać na konieczność prowadzenia terapii wyłącznie przez osoby uprawnione do leczenia ran. Larwy należy zaaplikować przed upływem terminu ważności określonego przez producenta, przy czym zalecane jest skrócenie okresu pomiędzy dostarczeniem larw a ich aplikacją do minimum. Za przechowywanie larw w tym okresie odpowiada osoba prowadząca terapię. Zalecane jest przechowywanie w temperaturze 4–8°C. © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Terapia larwalna ran

Bezpośrednio przed aplikacją należy potwierdzić żywotność larw na podstawie wzrokowej oceny ich ruchliwości. Jeśli istnieją wątpliwości co do żywotności larw, można powtórzyć ocenę po ogrzaniu pojemnika do temperatury pokojowej. Nie wolno aplikować larw na ranę, jeżeli pozostają jakiekolwiek wątpliwości, czy są one żywe.

Przygotowanie pacjenta [21, 22] Należy uzyskać pisemną zgodę pacjenta lub opiekuna prawnego na zastosowanie TLR. Przed aplikacją należy szczegółowo poinformować pacjenta i opiekuna o: • celu zastosowania TLR oraz spodziewanych korzyściach, • zasadach działania TLR, • zasadach postępowania i zachowania w czasie terapii, • przebiegu terapii, w tym o czynnościach zaleconych do wykonywania (np. zmiana opatrunku wtórnego), • możliwych nieprzyjemnych odczuciach związanych np. z przykrym zapachem albo możliwością zaobserwowania larw, które mogą się wydostać z opatrunku, • możliwych działaniach niepożądanych i sposobach postępowania w przypadku ich wystąpienia, • formie komunikacji z osobą prowadzącą terapię.

Przygotowanie rany i otoczenia [13, 14, 16, 21] W przypadku ran z dużą ilością tkanek martwiczych zalecamy przed aplikacją larw wstępne opracowanie rany z wykorzystaniem narzędzi ostrych. Przed aplikacją należy przemyć ranę płynem obojętnym i mechanicznie oczyścić z wolnych fragmentów martwych tkanek, wysięku i włóknika (ryc. 1A). Z uwagi na drażniący charakter wydzielanych substancji należy zabezpieczyć skórę wokół rany. W zależności od typu rany, lokalizacji i indywidualnych właściwości skóry pacjenta proponuje się w tym celu preparaty w postaci maści lub pasty z zawartością cynku, pastę stomijną albo opatrunki hydrokoloidowe (ryc. 1B).

Zasady aplikacji [13, 14, 21] A. Dla larw wolnych Proponujemy dwa najczęściej stosowane sposoby aplikacji larw wolnych: 1) za pomocą pipety: Do fiolki z larwami wlać roztwór soli fizjologicznej, spłukując larwy ze ścianek i korka, tak aby opadły © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

na dno. Następnie należy za pomocą jednorazowej sterylnej pipety Pasteura pobrać płyn z larwami i zakroplić go do rany (ryc. 2A). W jednej „gęstej” kropli znajduje się 40–50 larw. Ten rodzaj aplikacji umożliwia kontrolę nad ilością larw umieszczanych jednocześnie w kilku ranach (ryc. 2B); 2) przez wypłukanie: Złożyć jałowy gazik włókninowy tak, aby powstała forma łódki. Do fiolki z larwami wlać roztwór soli fizjologicznej, spłukując larwy ze ścianek i korka, tak aby opadły na dno. Następnie płyn przelać powoli na uformowany gazik, odsączając larwy. Czynność wypłukiwania powtarzać do momentu zebrania całego materiału biologicznego na gaziku. Umieścić w ranie gazik, odwracając go do rany stroną z wypłukanym materiałem. Po wprowadzeniu larw pokryć ranę kilkoma warstwami wilgotnych, jałowych gazików włókninowych. Kolejnym etapem jest nałożenie gazy na większy obszar niż rana i zabezpieczenie całości przy użyciu bandaża i plastra, w sposób uniemożliwiający zsunięcie się opatrunku w trakcie terapii. Powstaje w ten sposób opatrunek pierwotny, którego nie należy bez istotnej potrzeby zdejmować przez cały okres TLR. Na opatrunek pierwotny należy założyć i umocować opatrunek wtórny o charakterze chłonnym, wykonany z gazy albo gotowy opatrunek wysokiej chłonności (superabsorbent). B. Dla larw zamkniętych Saszetki (torebki) wydobyć z fiolki transportowej narzędziem o gładkiej powierzchni, tak by nie doszło do ich przedziurawienia, a następnie założyć na przygotowane łożysko rany (ryc. 1C). Za pomocą bandaża umocować saszetki na ranie, chroniąc przed niepożądanym przemieszczeniem, nie stosując nadmiernego ucisku (ryc. 1D, E). Bandaż zabezpieczyć plastrem. Na tak wykonany opatrunek pierwotny należy założyć i umocować opatrunek wtórny o charakterze chłonnym, wykonany z gazy albo gotowy opatrunek wysokiej chłonności (superabsorbent) (ryc. 1F). Opatrunek wtórny należy również stabilnie zamocować (ryc. 1G, H).

Postępowanie w trakcie terapii larwalnej rany [13, 16, 21, 22] Opatrunek wtórny powinien być zmieniany odpowiednio do ilości wysięku (zwykle 1–4 razy na dobę), tak aby zredukować ryzyko podrażnienia okolicy rany i zapewnić komfort choremu przez usuwanie nadmiaru cuchnącego wysięku. A91

Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Marcin Tusiński, Przemysław Lipiński i wsp.

Rycina 1. Przykład aplikacji opatrunku do terapii larwalnej rany. Owrzodzenie na powierzchni przednio-bocznej goleni prawej. Larwy w formie zamkniętej (w torebce). A) Przed aplikacją należy przemyć ranę płynem obojętnym i mechanicznie oczyścić z wolnych fragmentów martwych tkanek, wysięku i włóknika. B) Skórę przylegającą do owrzodzenia można zabezpieczyć cienką warstwą kremu cynkowego. C) Po wydobyciu z pojemnika transportowego torebkę z larwami należy umieścić na ranie, kierując się jej kształtem. D, E) Następnie za pomocą pierwszej pojedynczej warstwy bandaża krepowego lub dzianego należy umocować opatrunek na ranie, nie stosując ucisku. F) Na pierwszej pojedynczej warstwie bandaża należy umieścić roztrzepaną luźno, zwilżoną gazę jałową jako opatrunek wtórny. G, H) Następnie należy zabezpieczyć całość pojedynczą warstwą bandaża krepowego lub dzianego przykrytego dodatkowo cienkim rękawem bawełnianym

A92

Terapia larwalna ran

Podczas zmiany opatrunku wtórnego należy nawilżać opatrunek pierwotny za pomocą wody do iniekcji lub soli fizjologicznej – zawsze w pierwszej dobie, a opcjonalnie również w trakcie kolejnych dni terapii, w zależności od ilości wysięku, tak, aby utrzymać wilgotne środowisko.

Postępowanie po zakończonej terapii Usunięcie larw następuje w trzeciej lub czwartej dobie od aplikacji przez zdjęcie opatrunku z rany wraz z larwami wolnymi lub w torebce. Larwy wolne pozostałe w ranie należy wypłukać solą fizjologiczną i usunąć mechanicznie. Usunięty materiał należy umieścić w worku na odpady medyczne, do którego można zaaplikować alkohol izopropylowy (preparat dezynfekcyjny). Worek szczelnie zamknąć i utylizować zgodnie z procedurą przewidzianą dla odpadów medycznych. Ranę oraz skórę wokół należy oczyścić z wszelkich pozostałości i postępować zgodnie z dalszym planem leczenia. Zabieg TLR można powtarzać do uzyskania zamierzonego efektu klinicznego.

Wskazania Wskazaniem do TLR jest rana o ustalonej etiologii, bez obecności przeciwwskazań wymienionych w dalszej części dokumentu, która wymaga oczyszczenia i przygotowania do dalszych etapów leczenia [1, 8, 9, 12, 14, 15, 23, 26]. Powyższe wskazanie obejmuje: • rany w przebiegu cukrzycowej choroby stóp o etiologii neuropatycznej, mieszanej i niedokrwiennej (po wcześniejszym leczeniu rewaskularyzacyjnym), Zastosowanie TLR w leczeniu cukrzycowego owrzodzenia stóp skraca czas jego oczyszczania i przyspiesza wygojenie [5, 20]. • owrzodzenia goleni o etiologii żylnej, mieszanej i tętniczej (po wcześniejszym leczeniu rewaskularyzacyjnym), Zastosowanie TLR w leczeniu owrzodzenia żylnego skraca czas jego oczyszczania, ale nie ma wpływu na czas wygojenia [3, 4, 6, 7]. • odleżyny, Zastosowanie TLR w leczeniu odleżyny skraca czas jej oczyszczania, ale brakuje danych, czy wpływa na czas wygojenia [24].

Rycina 2. Aplikacja larw wolnych za pomocą jednorazowej pipety (A) i strzykawki (B) Źródło: fot. Marcin Tusiński © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

A93

Beata Mrozikiewicz-Rakowska, Marcin Tusiński, Przemysław Lipiński i wsp.

•

inne rany spełniające wyżej wymienione kryterium [13]. Terapia larwalna rany powinna być stosowana jako metoda przygotowująca ranę do dalszych etapów leczenia, np. terapii podciśnieniowej, przeszczepu skóry pośredniej grubości lub pokrycia płatem skórnym.

•

Przeciwwskazania [8, 9, 13, 25, 27]

Terapia larwalna rany cechuje się znikomą liczbą poważnych działań niepożądanych. Do najczęstszych działań niepożądanych należą [7, 13, 16, 28]: • podrażnienie i maceracja otaczającej skóry, • zaczerwienienie skóry, • obrzęk okolicy rany, • ból, • świąd. Do rzadziej występujących działań niepożądanych należą: • podwyższenie temperatury lub gorączka, • niewielkie krwawienia, • silne krwawienie wymagające zaopatrzenia uwięzionego w martwicy naczynia krwionośnego.

• • • • • • • •

• • • • • • • • •

Rana o nieustalonej etiologii. Podejrzenie lub stwierdzenie etiologii autoimmunologicznej lub autozapalnej rany. Obecność nowotworu lub nacieku nowotworowego w obrębie dna lub brzegów rany. Rana o etiologii niedokrwiennej bez uprzedniego skutecznego leczenia rewaskularyzacyjnego. Anemia wymagająca przetoczenia produktów krwiopochodnych. Obecność suchej martwicy w ranie. Bezpośrednia bliskość anatomiczna dużych naczyń. Potencjalna komunikacja rany z jamą ciała (jama otrzewnowa, jama opłucnowa, osierdzie, śródpiersie). Czynne krwawienie w obrębie rany. Zakażenie rozprzestrzeniające się poza łożysko rany, w tym ogólnoustrojowe. Gorączka. Nieopanowane dolegliwości bólowe związane z obecnością rany przed rozpoczęciem TLR. Uprzednio występujące działania niepożądane w trakcie TLR. Brak możliwości odciążenia rany. Brak współpracy ze strony chorego i/lub jego opiekunów. Brak możliwości uzyskania świadomej zgody chorego lub opiekuna prawnego. Ciąża.

Przeciwwskazania względne • • •

•

A94

Ucisk w miejscu aplikacji larw, który niesie ryzyko zniszczenia materiału biologicznego. Wcześniejsze spontaniczne krwawienie z rany. Należy każdorazowo rozważyć stosunek korzyści do ryzyka u chorych z zaburzeniami krzepnięcia oraz u chorych w trakcie terapii przeciwpłytkowej i przeciwzakrzepowej [3]. Terapia larwalna rany nie powinna być stosowana jako jedyna metoda służąca do leczenia zakażenia rany. W przypadku zakażeń zlokalizowanych w obrębie rany TLR może być zastosowana jako metoda wspomagająca typowe leczenie antymikrobiotyczne [6, 18, 20].

U pacjentów leczonych z użyciem kompresjoterapii zalecamy odstawienie kompresji na czas TLR, o ile nie wiąże się to z istotnym ryzykiem pogorszenia stanu rany. Podczas przerwy w kompresjoterapii właściwym postępowaniem jest elewacja kończyny [3, 4].

Działania niepożądane

Oświadczenie Autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Piśmiennictwo 1. von Beckerath O, Kanya S, Gäbel G i wsp. Use of maggot debridement therapy in hospitalised patients in Germany. Int Wound J 2020; 17: 10–15. DOI: 10.1111/iwj.13204. 2. Probst S, Seppänen S, Gerber V i wsp. EWMA document: home care – wound care. J Wound Care 2014; 23 (Suppl. 5a): S1–S44. 3. Davies CE, Woolfrey G, Hogg N i wsp. Maggots as a wound debride ment agent for chronic venous leg ulcers under graduated compres sion bandages: A randomised controlled trial. Phlebology 2015; 30: 693–699. DOI: 10.1177/0268355514555386. 4. Dumville JC, Worthy G, Bland JM i wsp. Larval therapy for leg ulcers (VenUS II): randomized controlled trial. BMJ 2009; 338: b773. DOI: 10.1136/bmj.b773. 5. Malekian A, Esmaeeli Djavid G, Akbarzadeh K i wsp. Efficacy of Maggot Therapy on Staphylococcus aureus and Pseudomonas ae ruginosa in Diabetic Foot Ulcers: A Randomized Controlled Trial. J Wound Ostomy Continence Nurs 2019; 46: 25–29. DOI: 10.1097/ WON.0000000000000496. 6. Mudge E, Price P, Walkley N, Harding KG. A randomized controlled trial of larval therapy for the debridement of leg ulcers: results of a multicenter, randomized, controlled, open, observer blind, parallel group study [published correction appears in Wound Repair Regen 2014; 22: 290. Neal, Walkley [corrected to Walkley, Neal]]. Wound Repair Regen 2014; 22: 43–51. DOI: 10.1111/wrr.12127. 7. Opletalová K, Blaizot X, Mourgeon B i wsp. Maggot therapy for wound debridement: a randomized multicenter trial. Arch Dermatol 2012; 148: 432–438. DOI: 10.1001/archdermatol.2011.1895. 8. Jafari A, Hosseini SV, Hemmat HJ, Khazraei H. Lucillia Sericata larval therapy in the treatment of diabetic chronic wounds. J Diabetes Metab Disord 2022; 21: 305–312. DOI: 10.1007/ s40200-022-00973-w. 9. Moya-López J, Costela-Ruiz V, García-Recio E i wsp. Advantages of Maggot Debridement Therapy for Chronic Wounds: A Bibliographic © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Terapia larwalna ran

Review. Adv Skin Wound Care 2020; 33: 515–525. DOI: 10.1097/01. ASW.0000695776.26946.68. 10. Sibbald RG, Elliott JA, Persaud-Jaimangal R i wsp. Wound bed preparation 2021. Adv Skin Wound Care 2021; 34: 183–195. 11. Atkin L, Bućko Z, Conde Montero E i wsp. Implementing TIMERS: the race against hard-to-heal wounds. J Wound Care 2019; 28 (3 Suppl. 3): 1–49.L. 12. Skórka M, Bazaliński D, Gajdek M, et al. Debridement of hard-to-heel wounds provided in the home-care setting. Practical and legal possibilities. Leczenie Ran 2022; 19: 84–93. DOI: 10.5114/lr.2022.120199. 13. Sherman RA. Mechanisms of maggot-induced wound healing: what do we know, and where do we go from here? Evid Based Complement Alternat Med 2014; 2014: 592419. 14. Sherman RA, Shimoda KJ. Presurgical maggot debridement of soft tissue wounds is associated with decreased rates of postoperative infection. Clin Infect Dis 2004; 39: 1067–1070. DOI: 10.1086/423806. 15. Elraiyah T, Domecq JP, Prutsky Gi wsp. A systematic review and meta-analysis of débridement methods for chronic diabetic foot ulcers. J Vasc Surg 2016; 63 (2 Suppl): 37S–45S.e2. DOI: 10.1016/j.jvs.2015.10.002. 16. Bazaliński D, Kózka M, Karnas M, Więch P. Effectiveness of Chronic Wound Debridement with the Use of Larvae of Lucilia Sericata. J Clin Med 2019; 8: 1845. DOI: 10.3390/jcm8111845. 17. Tombulturk FK, Kanigur-Sultuybek G. A molecular approach to maggot debridement therapy with Lucilia sericata and its excretions/ secretions in wound healing. Wound Repair Regen 2021; 29: 1051–1061. DOI: 10.1111/wrr.12961. 18. Gazi U, Taylan-Ozkan A, Mumcuoglu KY. The effect of Lucilia sericata larval excretion/secretion (ES) products on cellular responses in wound healing. Med Vet Entomol 2021; 35: 257–266. DOI: 10.1111/ mve.12497.

19. Bazaliński D, Skórka M, Szymańska P i wsp. Lucilia sericata defensins and their capacity to stimulate wound regenerative processes. A review of the literature and our own observations. Leczenie Ran 2022; 19: 94–105. DOI: 10.5114/lr.2022.120200. 20. Sun X, Chen J, Zhan J i wsp. Maggot debridement therapy promotes diabetic foot wound healing by up-regulating endothelial cell activity. J Diabetes Complications 2016; 30: 318–322. 21. Szewczyk M, Cwajda-Białasik J, Mościcka P i wsp. Treatment of pressure ulcers – recommendations of the Polish Wound Management Association. Part II. Leczenie Ran 2020; 18: 151–184. DOI: 10.5114/lr.2020.103116. 22. Bazaliński D. Skuteczność terapii biologicznej z wykorzystaniem larw Lucilia sericata w leczeniu ran przewlekłych u chorych w opiece długoterminowej i paliatywnej. Wydawnictwo Uniwersytetu Rzeszowskiego, Rzeszów 2019. 23. Zarchi K, Jemec GBE. The efficacy of maggot debridement therapy a review of comparative clinical trials. Int Wound J 2012; 9: 469–477. 24. Sherman RA. Maggot versus conservative debridement therapy for the treatment of pressure ulcers. Wound Repair Regen 2002; 10: 208–214. DOI: 10.1046/j.1524-475x.2002.10403 25. Morozov AM, Sherman RA. Survey of patients of the Tver region of Russia regarding maggots and maggot therapy. Int Wound J 2019; 16: 401–405. 26. Shi E, Shofler D. Maggot debridement therapy: a systematic review. Br J Community Nurs 2014; Suppl Wound Care: S6–13. 27. Tian X, Liang XM, Song GM i wsp. Maggot debridement therapy for the treatment of diabetic foot ulcers: a meta-analysis. J Wound Care 2013; 22: 462–469. DOI: 10.12968/jowc.2013.22.9.462. 28. Mumcuoglu KY, Davidson E, Avidan A, Gilead L. Pain related to maggot debridement therapy. J Wound Care 2012; 21: 400, 402, 404–405.

Cytowanie Mrozikiewicz-Rakowska B, Tusiński M, Lipiński P, et al. Statement of the Polish Wound Management Association on larval therapy in wound management. Leczenie Ran 2023; 20 (3): 89-95. Doi: 10.60075/lr.v20i3.43

A95

LECZENIE RAN 2023; 20 (3): 96–102

Praca oryginalna | Original paper

DOI: 10.60075/lr.v20i3.44

Analiza flory mikrobiologicznej owrzodzeń kończyn dolnych u pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w roku 2022 Analysis of the microbial flora of lower limb ulcers in patients hospitalized in the Department of Dermatology of the Provincial Integrated Hospital in Elbląg in 2022 Monika Leończyk-Spórna 1, Dominika Czarnecka1, Anna Sobieszek-Kundro 1, Halina Serafin2, Tomasz Romanowski1 1 Oddział Dermatologiczny, Wojewódzki Szpital Zespolony w Elblągu, Polska 2 Medyczne Laboratorium Mikrobiologiczne – Laboratorium Bakteriologiczne w Elblągu, Polska

Adres do korespondencji Monika Leończyk-Spórna, Oddział Dermatologiczny, Wojewódzki Szpital Zespolony w Elblągu, ul. Królewiecka 146, 82-300 Elbląg, e-mail: lek.mleonczyksporna@gmail.com Nadesłano: 2.06.2023

Zaakceptowano: 15.09.2023

Streszczenie

Abstract

Wprowadzenie: Owrzodzenie (łac. ulcus) to wykwit wtórny

Introduction: Ulceration (lat. ulcus) is a secondary process

powstały w procesie patologicznym. Jest rodzajem uszkodzenia skóry sięgającego w głąb skóry właściwej. Można wyróżnić wiele czynników etiologicznych powstawania owrzodzeń. Uznaje się, że połowa z nich występuje w przebiegu przewlekłej niewydolności żylnej. Pacjenci z owrzodzeniami kończyn dolnych stanowią istotny odsetek chorych hospitalizowanych na oddziałach dermatologicznych. Cel pracy: Analiza ilościowego rozkładu patogenów wyhodowanych z wymazów owrzodzeń kończyn dolnych pacjentów Oddziału Dermatologicznego Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w 2022 r. Materiał i metody: W przedstawionej pracy przeanalizowano 51 wymazów pobranych z owrzodzeń kończyn dolnych u pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w 2022 r. Materiał do badania mikrobiologicznego pobierano do 24 godzin od przyjęcia do szpitala. Różnicowanie drobnoustrojów pod względem gatunku przeprowadzano za pomocą firmowych podłoży namnażająco-różnicujących oraz systemów automatycznych z panelami ID GP, ID GN (Vitek 2). Wyniki: Łączna liczba drobnoustrojów wyhodowanych z wymazów pobranych z owrzodzeń kończyn dolnych wyniosła 143. Najczęściej izolowano następujące patogeny: Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter cloacae complex, Enterococcus faecalis i Klebsiella oxytoca. Analizowaną florę bakteryjną przyporządkowano do trzech

eruption in a pathological process. It is a type of skin extending deep into the skin. Many etiological factors can be used and can be introduced. It is believed that the south of them is in the course of the southern venous energy. Patients with ulcerations of the lower limbs provide the input of patients hospitalized in dermatological departments. Aim of the study: Analysis of the quantitative distribution of pathogens cultured from ulceration swabs of patients of the dermatological wards of the Provincial Integrated Hospital in Elbląg in 2022. Material and methods: Fifty-one swabs collected from ulcerations of the lower limbs of patients hospitalized in the Dermatology Department of the Provincial Integrated Hospital in Elbląg in 2022 were analysed. The material for microbiological examination was collected within 24 hours of the time of joining. Differentiation of criteria in terms of species was performed using proprietary multiplication and differentiation substrates and individual systems with ID GP, ID GN panels (Vitek 2). Results: Total number of beneficial cultured from swab samples taken from elevated leg ulcers 143, isolated for Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter cloacae complex, Enterococcus faecalis and Klebsiella oxytoca. The analysed bacterial flora was assigned to three groups: bacilli, cocci and anaerobic bacteria. Dissemination to Gram-positive and Gram-negative bacteria was also made.

Analiza flory mikrobiologicznej owrzodzeń kończyn dolnych

grup: pałeczki, ziarenkowce oraz bakterie beztlenowe. Dokonano również podziału na bakterie Gram-dodatnie i Gram-ujemne. Wnioski: Pacjenci z owrzodzeniami kończyn dolnych wymagają wielospecjalistycznego podejścia i długotrwałej opieki ze względu na przewlekły charakter zmian oraz trudność w gojeniu. To częsty powód zgłaszania się chorych do poradni, jak również szpitali. Długo utrzymujące się owrzodzenia są zasiedlane przez różne drobnoustroje. Znajomość flory mikrobiologicznej owrzodzenia jest istotna w podejmowaniu decyzji terapeutycznych. Słowa kluczowe: flora bakteryjna, owrzodzenia żylne, gojenie owrzodzeń.

Conclusions: Patients with lower limb ulcers require multi-

Wprowadzenie

Materiał i metody

Owrzodzenie (łac. ulcus) to wykwit wtórny, który powstał w procesie patologicznym. Ma charakter uszkodzenia obejmującego naskórek i skórę właściwą. Czasami doprowadza także do destrukcji głębiej położonych tkanek. Po wygojeniu pozostawia bliznę. Cechy owrzodzeń, które należy uwzględnić podczas badania fizykalnego to umiejscowienie, liczba, kształt, rozmiar, głębokość, dno, widoczność innych struktur, brzegi, a także skórę otaczającą [1, 2]. Owrzodzenia najczęściej są zlokalizowane w obrębie kończyn dolnych. W Europie występują u około 1% dorosłych. Powstają głównie na tle przewlekłej niewydolności żylnej, miażdżycy oraz cukrzycy. Ze względu na starzenie się społeczeństwa coraz więcej pacjentów z owrzodzeniami kończyn dolnych zgłasza się do poradni specjalistycznych, jak również szpitali. To istotny problem współczesnej medycyny, który znacznie obniża jakość życia pacjentów. Proces gojenia owrzodzeń jest przewlekły i trwa od kilku miesięcy do kilku, a nawet kilkunastu lat. Leczenie jest długotrwałe oraz wymaga interdyscyplinarnego podejścia [3]. Owrzodzenia kończyn dolnych stanowią częstą przyczynę hospitalizacji na oddziałach dermatologicznych. Są one głównie wynikiem przewlekłej niewydolności żylnej. Skład flory mikrobiologicznej hodowanej z owrzodzeń ma znaczenie w podejmowaniu decyzji terapeutycznych.

W przedstawionej pracy przeanalizowano 51 wymazów z owrzodzeń kończyn dolnych u 39 pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w 2022 r. (u 12 pacjentów wykonano po 2 wymazy). U większości chorych były to owrzodzenia na tle przewlekłej niewydolności żylnej. Materiał z owrzodzeń pobierano do 24 godzin od przyjęcia do szpitala. Przy użyciu jałowych gazików i 0,9-procentowego roztworu Natrium Chloratum (chlorku sodu) usunięto zmiany martwicze, wydzielinę oraz resztki opatrunku. Wymazówką, zwilżoną jałowym roztworem chlorku sodu, pobrano materiał z dna owrzodzenia, a następnie umieszczono w szczelnie zamkniętym podłożu transportowym. Materiał przekazywano do badania mikrobiologicznego prowadzonego przez Medyczne Laboratorium Mikrobiologiczne – Laboratorium Bakteriologiczne w Elblągu. Różnicowanie drobnoustrojów pod względem gatunku przeprowadzano na podstawie firmowych podłoży namnażająco-różnicujących (bioMerieux, Polska): • Columbia Agar z 5% dodatkiem odwłóknionej krwi baraniej – stosowane do izolacji bakterii tlenowych i beztlenowych, • CPS chromagar – do izolacji bakterii tlenowych, • SNVS (neomycyna, wankomycyna, krew barania) – do izolacji bakterii beztlenowych, • podłoże McConkeya – do izolacji drobnoustrojów Gram-ujemnych (bakterie tlenowe), • Chromagar Candida, • Schaedler Bulion (najczulsze) – do izolacji bakterii tlenowych i beztlenowych [4, 5]. Identyfikację drobnoustrojów przeprowadzano na podstawie firmowych (bioMerieux, Polska) systemów automatycznych, używając paneli ID GP, ID GN (Vitek 2).

Cel pracy Celem pracy jest analiza ilościowa flory mikrobiologicznej kolonizującej owrzodzenia kończyn dolnych pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w 2022 r. Owrzodzenia żylne stanowią istotny problem zdrowotny i mają negatywny wpływ na jakość życia pacjentów, a dla personelu medycznego stanowią niejednokrotnie wyzwanie kliniczne [4]. © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

disciplinary action and additional help due to the chronic nature of the lesions and the difficulty in healing. To give medicine to the sick to clinics as well as hospitals. Long-lasting ulcers are inhabited by various good ones. Knowledge of the microbial flora of the ulcer is helpful in making a therapeutic decision. Key words: bacterial flora, ulcer healing, venous ulcers.

Monika Leończyk-Spórna, Dominika Czarnecka, Anna Sobieszek-Kundro i wsp.

Wyniki

Wykonano 51 wymazów z owrzodzeń kończyn dolnych od 39 pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w roku 2022 (z czego u 12 pacjentów wykonano po 2 wymazy). Pobrany materiał oceniano mikrobiologicznie. Łączna liczba wyhodowanych drobnoustrojów wyniosła 143. Najczęściej hodowano następujące patogeny: Staphylococcus aureus (21,7%), Pseudomonas aeruginosa (11,9%), Enterobacter cloacae complex (8,4%), Enterococcus faecalis (6,3%) i Klebsiella oxytoca (6,3%) (tab. I, ryc. 1).

Klebsiella oxytoca

Enterococcus faecalis

Enterobacter cloacae complex

Drobnoustrój

Pseudomonas aereginosa

z wymazów z owrzodzeń

Staphylococcus aureus

Tabela I. Łączna liczba drobnoustrojów wyhodowanych

Staphylococcus aureus

Pseudomonas aeruginosa

Enterobacter cloacae complex

Enterococcus faecalis

Klebsiella oxytoca

Escherichia coli

Morganella morganii

Providencia rettgeri

Staphylococcus, koagulazo-ujemny

Streptococcus agalactiae

Proteus mirabilis

Candida sp.

Proteus vulgaris

Serratia marcescens

Streptococcus pyogenes

Citrobacter koseri

Streptococcus, β-hem. grupa C

Streptococcus, β-hem. grupa G

Aeromonas hydrophila

Bacteroides fragilis

Bacteroides thetaiotaomicron

Enterococcus faecium

Prevotella disiens

Prevotella oralis

Proteus hauseri

Omówienie

Proteus penneri

Pseudomonas putida

Serratia fonticola

Stenotrophomonas maltophilia

Owrzodzenie jest wykwitem wtórnym, powstałym w wyniku uszkodzenia całej grubości skóry. Może obejmować także tkanki położone głębiej. Nie ma tendencji do samoistnego gojenia i ostatecznie prowadzi do powstania blizny.

Rycina 1. Rozkład najczęściej hodowanych patogenów

Analizę flory bakteryjnej prowadzono w trzech grupach, do których przyporządkowano wyhodowane szczepy bakteryjne (ryc. 3–5). Wyróżniono grupę pałeczek, ziarenkowców i bakterii beztlenowych. Grupę I podzielono na bakterie fermentujące i niefermentujące, zaś grupę II na gronkowce, paciorkowce β-hemolizujące i enterokoki, szeregując je od najczęściej występujących. Do III grupy zaliczono bakterie beztlenowe (tab. II, ryc. 2). Główną pałeczką fermentującą zasiedlającą owrzodzenia kończyn dolnych była Enterobacter cloacae complex, natomiast niefermentującą Pseudomonas aeruginosa. Staphyloccoccus aureus to najczęściej występujący gronkowiec. Paciorkowcem β-hemolizującym, który przede wszystkim izolowano z wymazów, był Streptococcus agalactiae, a enterokokiem Enterococcus feacalis. Wśród bakterii beztlenowych głównie stwierdzono: Bacteroides fragilis, Bacteroides thetaiotaomicron, Prevotella disiens, Prevotella oralis. W tabeli III przedstawiono podział na bakterie Gram-dodatnie i Gram-ujemne. Najczęstszą bakterią Gram-dodatnią był Staphylococcus aureus, a Gram-ujemną Pseudomonas aeruginosa.

Analiza flory mikrobiologicznej owrzodzeń kończyn dolnych

Tabela II. Podział na trzy grupy najczęstszych

Tabela III. Podział bakterii na Gram-dodatnie i Gram-ujemne

szczepów bakterii

grupa Ia fermentujące Grupa I Pałeczki

Bakterie Gram-dodatnie Enterobacter cloacae complex Klebsiella oxytoca Escherichia coli Morganella morganii Providencia rettgeri Proteus mirabilis Proteus vulgaris Serratia marcescens Citrobacter koseri Aeromonas hydrophila Proteus hauseri Proteus penneri Serratia fonticola

Pseudomonas aeruginosa Pseudomonas putida grupa Ib niefermentujące Stenotrophomonas maltophilia grupa IIa gronkowce

grupa IIb Grupa II Ziarenkowce paciorkowce β-hemolizujące

grupa IIc enterokoki

Grupa III Bakterie beztlenowe

Staphylococcus aureus Staphylococcus, koagulazo-ujemny Streptococcus agalactiae Streptococcus pyogenes Streptococcus, β-hem. grupa C Streptococcus, β-hem. grupa G Enterococcus faecalis Enterococcus faecium Bacteroides fragilis Bacteroides thetaiotaomicron Prevotella disiens Prevotella oralis

Bakterie beztlenowe 2,9%

Pałeczki 54,0%

Ziarenkowce 43,2% Rycina 2. Podział na trzy grupy najczęstszych szczepów bakterii

Staphylococcus aureus Enterococcus faecalis Staphylococcus, koagulazo-ujemny Streptococcus agalactiae Streptococcus pyogenes Streptococcus, β-hem. grupa C Streptococcus, β-hem. grupa G Enterococcus faecium

Bakterie Gram-ujemne Pseudomonas aeruginosa Enterobacter cloacae complex Klebsiella oxytoca Escherichia coli Morganella morganii Providencia rettgeri Proteus mirabilis Proteus vulgaris Serratia marcescens Citrobacter koseri Aeromonas hydrophila Bacteroides fragilis Bacteroides thetaiotaomicron Prevotella disiens Prevotella oralis Proteus hauseri Proteus penneri Pseudomonas putida Serratia fonticola Stenotrophomonas maltophilia

Istotny problem kliniczny stanowią owrzodzenia kończyn dolnych. Mają z nimi do czynienia lekarze różnych specjalizacji, m.in. dermatolodzy, chirurdzy, diabetolodzy, lekarze medycyny rodzinnej oraz personel pielęgniarski. Schorzenie to dotyczy około 1% populacji osób dorosłych, stanowiąc przyczynę obniżonej jakości życia i znacznych kosztów opieki medycznej [6, 7]. W związku ze starzeniem się społeczeństwa wzrasta liczba chorych z owrzodzeniami. W większości przypadków owrzodzenia powstają na tle przewlekłej niewydolności żylnej. Steven Bowers i wsp. twierdzą, że owrzodzenia kończyn dolnych najczęściej obejmują owrzodzenia tętnicze, cukrzycowe i żylne, co potwierdzają obserwacje własne na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu [8]. U podłoża owrzodzeń żylnych leżą zmiany patologiczne, immunologiczne oraz biochemiczne w łożysku żylnym, a także w mikrokrążeniu. Powstają one wskutek zaburzenia odpływu krwi z żył kończyn dolnych, niewydolności zastawek i rozwijającego się nadciśnienia żylnego. Znaczenie ma również toczący się proces zapalny [7, 9]. Rozpoznanie przewlekłej niewydolności żylnej ustala się na podstawie badania podmiotowego, przedmiotowego oraz wyników badań obrazujących układ naczyniowy. Bardzo często pierwsze objawy kliniczne tego schorzenia manifestują się zmianami skórnymi. Do cech dermatologicznych związanych z przewlekłą niewydolnością żylną zalicza się teleangiektazje, obrzęki, żyły siateczkowate, żylaki, 99

Monika Leończyk-Spórna, Dominika Czarnecka, Anna Sobieszek-Kundro i wsp.

Bakterie niefermentujące 25,3%

Bakterie fermentujące 74,7%

Rycina 3. Rozkład grupy I (pałeczki) Enterokoki 16,7%

Gronkowce 61,7%

Paciorkowce 21,7% Rycina 4. Rozkład grupy II (ziarenkowce) Prevotella oralis 25,0%

Bacteroides fragilis 25,0%

Prevotella disiens 25,0%

Bacteroides thetaiotaomicron 25,0%

Rycina 5. Rozkład grupy III (bakterie beztlenowe)

włóknienie skóry i tkanki podskórnej (lipodermatosclerosis), owrzodzenia, przebarwienia skóry, zmiany wypryskowe, zanik biały (atrophie blanche), co potwierdza praca Millana. Owrzodzenia żylne najczęściej zlokalizowane są w ⅓ dystalnej, przyśrodkowej powierzchni goleni. Autor ponadto do zobrazowania 100

deformacji goleni używa określenia „odwrócona butelka od szampana” [6]. W pracy pt. Chronic wounds: evaluation and management autorstwa Bowersa i Franca podano cechy owrzodzeń, które należy uwzględnić podczas badania przedmiotowego. Należą do nich umiejscowienie, liczba, kształt, rozmiar, głębokość, dno, widoczność innych struktur, brzegi, a także skóra otaczająca [10]. Na przebieg gojenia owrzodzeń wpływa wiele czynników, zarówno egzogennych, jak i endogennych. Jednym z nich jest kolonizacja powierzchni owrzodzenia przez różne drobnoustroje. Nie należy zapominać, iż skóra jest zasiedlana przez mikroorganizmy, które stanowią barierę biofizyczną chroniącą przed patogenami. W mikrobiocie dominują bakterie należące do typów Actinobacteria, Firmicutes, Proteobacteria i Bacteroidetes, głównie z rodzajów Propionibacterium sp., Staphylococcus sp., Micrococcus sp., Corynebacterium sp. i Acinetobacter sp., a także grzyby należące do rodzaju Malassezia. Gruczoły łojowe są zdominowane przez lipofilne gatunki z rodzaju Propionibacterium. W wilgotnym środowisku (np. powierzchnia podeszwowa stopy) bytują bakterie Staphylococcus sp. oraz Corynebacterium sp. Zaburzenie równowagi mikrobiomu skóry wraz z czynnikami ryzyka może prowadzić do rozwoju zakażenia w obrębie skóry i tkanki podskórnej [11, 12]. W badaniu autorstwa Byrda stwierdzono, że rodzaj zasiedlających skórę drobnoustrojów zależy przede wszystkim od lokalizacji, a dokładniej związku z mikrośrodowiskiem wilgotnym, suchym albo łojowym. W środowiskach łojowych dominowały lipofilne gatunki Propionibacterium, natomiast bakterie rozwijające się w środowiskach wilgotnych to Staphylococcus sp. i Corynebacterium sp. Praca wspomnianego autora potwierdziła również obserwacje dokonane na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu, że płytkie owrzodzenia wiążą się z większą liczebnością Staphylococcus sp., zwłaszcza Staphylococcus aureus [13]. Owrzodzenia często zasiedlane są przez liczne mikroorganizmy, które nie powodują objawów zapalenia. W wyniku namnażania się drobnoustrojów może dojść do kolonizacji krytycznej i rozwoju zakażenia. Towarzyszą temu charakterystyczne objawy, takie jak: zwiększanie się dolegliwości bólowych i wysięku, zaburzenia procesu gojenia, widoczne cechy zapalenia w otaczających tkankach oraz krwawienie z ziarniny. Dane z piśmiennictwa wskazują, że do najczęstszych bakterii tlenowych izolowanych z owrzodzeń należą: Staphylococcus aureus, w tym szczepy lekooporne, np. metycylinooporny gronkowiec złocisty (methicillin-resistant Staphylococcus © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Analiza flory mikrobiologicznej owrzodzeń kończyn dolnych

aureus – MRSA), gronkowce koagulazo-ujemne, paciorkowce β-hemolizujące (np. Streptococcus pyogenes), Enterococcus sp. (głównie Enterococcus faecalis), Corynebacterium sp., Escherichia coli, Klebsiella sp., Enterobacter sp., Proteus sp. i Pseudomonas aeruginosa [14]. Coraz częściej wykrywane są również Acinetobacter sp. oraz Stenotrophomonas maltophilia. Istotnym czynnikiem patogennym są również grzyby, głównie z rodzaju Candida [15, 16]. Niepowodzenie w leczeniu zakażeń jest związane między innymi ze zdolnością bakterii do tworzenia biofilmu, który jest uważany za główny czynnik wirulencji. Drobnoustroje wytwarzają pozakomórkową substancję polisacharydową – macierz zewnątrzkomórkową. Chroni ona patogeny przed niekorzystnymi czynnikami środowiska, w tym przed penetracją i działaniem związków przeciwdrobnoustrojowych oraz przed skuteczną obroną układu immunologicznego gospodarza. Macierz zewnątrzkomórkowa uniemożliwia dyfuzję stosowanych preparatów miejscowych w głąb biofilmu. Nie należy jednak stosować ogólnej antybiotykoterapii rutynowo czy profilaktycznie. Systemowe leczenie przeciwbakteryjne zaleca się tylko w uzasadnionych przypadkach. Wskazaniem do jego wdrożenia jest współistnienie zapalenia skóry i tkanki podskórnej oraz występowanie uogólnionych objawów zakażenia, co potwierdza praca autorstwa Narbutt i wsp. [17]. Nadużywanie antybiotyków, a także ich nieprawidłowe stosowanie prowadzi do wzrostu oporności [18, 19]. Diagnostyka mikrobiologiczna stanowi nieodzowny element prawidłowego procesu leczenia. Pobranie materiału do badania zawsze powinno być poprzedzone oczyszczeniem owrzodzeń. Aspiraty i fragmenty tkanek są bardziej miarodajne niż powierzchowne wymazy. Ocena bakteriologiczna umożliwia ustalenie wzorów lekowrażliwości patogenów, a także charakterystyki oporności, co skutkuje wyborem jak najlepszej opcji terapeutycznej dla pacjenta. Dodatni wynik badania bakteriologicznego nie jest równoznaczny z rozpoznaniem zakażenia – o ustaleniu rozpoznania zawsze decyduje obraz kliniczny [5, 17, 20, 21]. W przedstawionej pracy przeanalizowano 51 wymazów pobranych z owrzodzeń kończyn dolnych pacjentów hospitalizowanych na Oddziale Dermatologicznym Wojewódzkiego Szpitala Zespolonego w Elblągu w 2022 r. Najczęściej izolowaną bakterią był Staphylococcus aureus, kolejne to Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter cloacae complex, Enterococcus faecalis i Klebsiella oxytoca. Wyniki te odpowiadają innym opracowaniom dostępnym w piśmiennictwie. Obserwowane częstsze izolacje bakterii Gram-ujemnych © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

wiążą się prawdopodobnie z hospitalizacjami chorych z owrzodzeniami i nabywaniem przez nich flory szpitalnej oraz jej antagonistycznego działania w stosunku do flory pierwotnie kolonizującej owrzodzenia. Głównym wykrywanym drobnoustrojem w owrzodzeniach kończyn dolnych był Staphylococcus aureus. To najczęstszy patogen szpitalny i pozaszpitalny. Jest najbardziej patogenną bakterią z grupy gronkowców, przede wszystkim z powodu wydzielania toksyn. Stanowi poważny problemem u pacjentów hospitalizowanych w oddziałach dermatologicznych z przewlekłymi chorobami skóry, takimi jak atopowe zapalenie skóry, pęcherzowe oddzielanie się naskórka, liszajec zakaźny, stopa cukrzycowa czy owrzodzenia żylne [14, 22]. Wraz z bakterią Pseudomonas aeruginosa stanowią najczęściej izolowane bakterie z przewlekłych owrzodzeń, co również potwierdziła przeprowadzona przez nas analiza. Koinfekcja Staphylococcus aureus i Pseudomonas aeruginosa jest bardziej zjadliwa niż infekcja pojedyncza, wykazując zarówno wrodzoną, jak i nabytą oporność na antybiotyki. Sprawia to, że leczenie infekcji jest prawdziwym wyzwaniem, szczególnie u pacjentów z chorobami współistniejącymi. W związku z tym prawidłowe i szybkie zastosowanie terapii wymaga szczegółowej znajomości zasiedlającej owrzodzenia flory mikrobiologicznej. Jest to niezbędny warunek w doborze odpowiedniego leczenia farmakologicznego i zmniejszenia objawów [23, 24].

Wnioski Ze względu na przewlekły charakter owrzodzenia kończyn dolnych kolonizowane są przez różne drobnoustroje. Przeprowadzona w pracy analiza była zgodna z opisywanymi w literaturze najczęstszymi bakteriami zasiedlającymi owrzodzenia, a mianowicie: Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa oraz bakterie z rodzaju Enterobacter, Enterococcus i Klebsiella. Owrzodzenia skóry upośledzają naturalną obronę skóry i prowadzą do powstawania blizn oraz słabego ukrwienia, co dodatkowo skutkuje obniżeniem odporności miejscowej. Co więcej, powierzchnia owrzodzenia staje się idealnym miejscem do namnażania bakterii. Może to doprowadzić do rozwinięcia się miejscowej, a następnie uogólnionej infekcji. Skład flory mikrobiologicznej hodowanej z owrzodzeń ma znaczenie w podejmowaniu decyzji terapeutycznych. Wpływa również na kontrolę zakażeń owrzodzeń skóry, przyczynia się do zmniejszenia rozprzestrzeniania się infekcji, przyspieszenia gojenia oraz ukierunkowania w prawidłowym stosowaniu antybiotyków. 101

Monika Leończyk-Spórna, Dominika Czarnecka, Anna Sobieszek-Kundro i wsp.

Oświadczenie Autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Piśmiennictwo 1. Zalewska-Janowska A, Błaszczyk H. Dermatologia w gabinecie lekarza podstawowej opieki zdrowotnej. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa 2023. 2. Nowicki RJ, Majewski S. Dermatologia i choroby przenoszone drogą płciową. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa, 2023. 3. Krasowski G, Kruk M. Leczenie odleżyn i ran przewlekłych. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa, 2018. 4. Nelson EA, Adderley U. Venous leg ulcers. BMJ Clin Evid 2016; 2016: 1902. 5. Sopata M, Jawień A, Mrozikiewicz-Rakowska B i wsp. Wytyczne postępowania miejscowego w ranach niezakażonych, zagrożonych infekcją oraz zakażonych – przegląd dostępnych substancji przeciwdrobnoustrojowych stosowanych w leczeniu ran. Zalecenia Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran. Leczenie Ran 2020; 17: 1–21. DOI: https://doi.org/10.5114/lr.2020.96820. 6. Bonkemeyer Millan S, Gan R, Townsend PE. Venous Ulcers: Diagnosis and Treatment. Am Fam Physician 2019; 100: 298–305. 7. Brajesh K. Lal. Venous ulcers of the lower extremity: Definition, epidemiology, and economic and social burdens. Semin Vasc Surg 2015; 28: 3–5. DOI: https://doi.org/10.1053/j.semvascsurg.2015.05.002 8. Rudnicka L, Olszewska M, Rakowska A, Sar-Pomian M. Współczesna dermatologia 1. Wyd. Lek. PZWL, Warszawa, 2022. 9. Narbutt J, Bowszyc-Dmochowska M, Kapińska-Mrowiecka M i wsp. Przewlekła niewydolność żylna – epidemiologia, klasyfikacja i obraz kliniczny. Rekomendacje diagnostyczno-terapeutyczne Polskiego Towarzystwa Dermatologicznego. Część I. Dermatol Rev/Przegl Dermatol 2018; 105: 473–485. 10. Bowers S, Franco E. Chronic Wounds: Evaluation and Management. Am Fam Physician 2020; 101: 159–166. 11. Kaszuba A., Szepietowski J., Adamski Z.: Dermatologia geriatryczna. Tom II. Czelej, Lublin, 2016. 12. Grice EA, Dawson TL Jr. Host-microbe interactions: Malassezia and human skin. Curr Opin Microbiol 2017; 40: 81–87. DOI: 10.1016/j. mib.2017.10.024.

102

13. Byrd AL, Belkaid Y, Segre JA. The human skin microbiome. Nat Rev Microbiol 2018; 16: 143–155. DOI: 10.1038/nrmicro.2017.157. 14. Huitema L, Phillips T, Alexeev V i wsp. Intracellular escape strategies of Staphylococcus aureus in persistent cutaneous infections. Exp Dermatol 2021; 30: 1428–1439. DOI: 10.1111/exd.14235. 15. Nieckula M, Fecko-Gałowicz K, Adamczuk J, Girzelska J. Opatrunki specjalistyczne stosowane w leczeniu owrzodzeń podudzi. Państwo i Społeczeństwo 2019; 19: 115–127. DOI: 10.34697/2451-0858-pis-2019-4-007. 16. Musthaq S, Mazuy A, Jakus J. The microbiome in dermatology. Clin Dermatol 2018; 36: 390–398. DOI: 10.1016/j.clindermatol.2018.03.012. 17. Narbutt J. Najczęstsze dermatozy w praktyce lekarza rodzinnego. Edra Urban & Partner, Wrocław, 2019. 18. Narbutt J, Bowszyc-Dmochowska M, Kapińska-Mrowiecka M i wsp. Przewlekła niewydolność żylna – patogeneza, diagnostyka i leczenie farmakologiczne. Rekomendacje diagnostyczno-terapeutyczne Polskiego Towarzystwa Dermatologicznego. Część II. Dermatol Rev/ Przegl Dermatol 2018; 105: 486–497. 19. Narbutt J. Choroby skóry u pacjentów w podeszłym wieku w praktyce lekarza rodzinnego. Edra Urban & Partner, Wrocław 2023. 20. Dissemond J. Chronisches Ulcus cruris. Hautarzt 2017; 68: 614–620. DOI: 10.1007/s00105-017-4010-8. 21. Barnard E, Li H. Shaping of cutaneous function by encounters with commensals. J Physiol 2017; 595: 437–450. DOI: 10.1113/JP271638. 22. Yang H, Wang WS, Tan Y i wsp. Investigation and analysis of the characteristics and drug sensitivity of bacteria in skin ulcer infections. Chin J Traumatol 2017; 20: 194–197. DOI: 10.1016/j.cjtee.2016.09.005. 23. Serra R, Grande R, Butrico L i wsp. Chronic wound infections: the role of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus. Expert Rev Anti Infect Ther 2015; 13: 605–613. DOI: https://doi.org/10.1586 /14787210.2015.1023291. 24. Shettigar K, Murali TS. Virulence factors and clonal diversity of Staphylococcus aureus in colonization and wound infection with emphasis on diabetic foot infection. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2020; 39: 2235–2246. DOI: 10.1007/s10096-020-03984-8.

LECZENIE RAN 2023; 20 (3): 103–113

Artykuł przeglądowy | Review paper

DOI: 10.60075/lr.v20i3.47

Rola banków tkanek w medycynie regeneracyjnej ze szczególnym uwzględnieniem przeszczepów alogenicznej skóry ludzkiej The role of tissue banks in regenerative medicine with particular emphasis on allogenic human skin grafts Anna Hepa-Banasik 1, Magdalena Szatan 1, Justyna Glik 1,2, Anna Słaboń 1, Marcin Gierek Karolina Ziółkowska 1, Katarzyna Czerny 1, Artur Wielgórecki 1, Przemysław Strzelec 1, Agnieszka Klama-Baryła 1, Wojciech Łabuś 1

1 Centrum Leczenia Oparzeń im. dr. Stanisława Sakiela w Siemianowicach Śląskich, Polska

Streszczenie Bank tkanek to wysoko wyspecjalizowane laboratorium, którego zadaniem jest pozyskiwanie, obróbka materiału biologicznego zgodnie z przyjętymi procedurami, przechowywanie oraz dystrybucja alogenicznych przeszczepów tkankowych do zakładów opieki zdrowotnej. Przeszczepy tkankowe znajdują swoje zastosowanie w takiej dziedzinie medycyny regeneracyjnej jak leczenie rozległych i głębokich ran oparzeniowych oraz przewlekłych. W niniejszym przeglądzie omówiono rolę banków tkanek w dostępie do alogenicznych przeszczepów skóry ludzkiej oraz problem zapotrzebowania i deficytu alogenicznej skóry ludzkiej w Polsce.

2 Zakład Organizacji Leczenia Ran Przewlekłych, Wydział Nauk o Zdrowiu w Katowicach, Śląski Uniwersytet Medyczny w Katowicach, Polska Adres do korespondencji Anna Hepa-Banasik, Centrum Leczenia Oparzeń im. dr. Stanisława Sakiela, ul. Jana Pawła II, 41-100 Siemianowice Śląskie, Polska, e-mail: hepa.anna@gmail.com Nadesłano: 20.08.2023

Zaakceptowano: 15.09.2023

Abstract A tissue bank is a highly specialized laboratory maintained to collect, prepare, store, and distribute certain allogenic tissue grafts to healthcare facilities. Tissue transplants are used in specific areas of regenerative medicine, including the treatment of extensive and deep burns and chronic wounds. This review discusses the role of tissue banks in the transplantation of allogenic human skin grafts and the problem of the deficit of allogenic human skin in Poland. Key words: allogenic human skin grafts, tissue bank, chronic

wound, burn wound.

Słowa kluczowe: alogeniczne przeszczepy skóry ludzkiej, bank

tkanek, rana przewlekła, rana oparzeniowa.

Wstęp Bankowanie tkanek i komórek stanowi dziedzinę medycyny transplantacyjnej. Zadaniem banku tkanek jest przygotowanie i przechowywanie, do czasu zastosowania klinicznego, przeszczepów tkanek i komórkowych produktów leczniczych pobranych od zmarłych lub żywych dawców. Przygotowane w bankach tkanek i komórek przeszczepy mogą znaleźć zastosowanie we wszystkich dostępnych specjalnościach zabiegowych, wspomagając lub wręcz umożliwiając leczenie chirurgiczne. Przeszczepy tkankowe i komórkowe produkty lecznicze wykorzystywane

są w zabiegach rekonstrukcyjnych ubytków tkanek powstałych w wyniku urazu, zmian degeneracyjnych czy po rozległym wycięciu tkanek z powodu nowotworu oraz w leczeniu wad wrodzonych lub nabytych [1, 2]. W tym ujęciu na szczególną uwagę mogą zasługiwać rozlegle i głęboko oparzeni chorzy z deficytem zdrowej skóry do wykonania autologicznego przeszczepu. Alternatywą kliniczną w tej grupie chorych może być wykorzystanie biologicznych substytutów skóry, do których można zaliczyć alogeniczne przeszczepy skóry ludzkiej pobrane od dawcy zmarłego [3, 4].

103

Anna Hepa-Banasik, Magdalena Szatan, Justyna Glik i wsp.

Bank tkanek z definicji stanowi specjalistyczne laboratorium, którego zadaniem jest przygotowanie przeszczepów alogenicznych tkanek i komórkowych produktów leczniczych w celu przeszczepienia na potrzeby chirurgii rekonstrukcyjnej. Przygotowane z nich odpowiednie przeszczepy są przechowywane i w dalszym etapie udostępniane zakładom opieki zdrowotnej [5]. Umożliwia leczenie pacjentów z wykorzystaniem najnowszych i najskuteczniejszych terapii z zakresu transplantologii i medycyny regeneracyjnej. Bank spełnia wymagania Ustawy transplantacyjnej z dnia 1 lipca 2005 r. o pobieraniu, przechowywaniu i przeszczepianiu komórek, tkanek i narządów, w tym prowadzi niezbędną dokumentację dotyczącą przygotowania autologicznych komórkowych produktów leczniczych, jak również alogenicznych, biostatycznych i biowitalnych przeszczepów tkankowych. Posiada pomieszczenia i urządzenia spełniające warunki wymagane ustawowo, jak również odpowiednio wykwalifikowany personel. Ma on niezbędne do prowadzonej działalności pozwolenia Ministra Zdrowia na gromadzenie, przetwarzanie, przechowywanie i dystrybucję tkanek i komórek zgodę GIF na przygotowanie komórkowych produktów leczniczych terapii zaawansowanej ATMP.

Materiały te noszą nazwę biomateriałów, a związaną z nimi dyscyplinę nauki nazwano inżynierią biomateriałów. Biomateriały powinny charakteryzować się biozgodnością, bezpieczeństwem, efektywnością, brakiem toksyczności, brakiem immunogenności, biodegradowalnością lub funkcjonalną długotrwałością [6, 7]. Ze względu na pochodzenie materiału tkankowego, przeszczepy dzieli się na: • ksenogeniczne – pozyskiwane od osobników obcego gatunku, wymagana jest tolerancja immunologiczna, występuje możliwość przeniesienia zwierzęcych wirusów; • alogeniczne – w obrębie tego samego gatunku, dostępne bezpośrednio, ale wymagana jest tolerancja immunologiczna; • autologiczne – gdy komórki pochodzą z tego samego ustroju, są immunologicznie akceptowane, ale nie są dostępne bezpośrednio [8]. Na rycinie 1 przedstawiono alogeniczny biostatyczny przeszczep skóry.

Materiały i metody Przeglądu literatury dokonano, posługując się słowami kluczowymi: „alogeniczne przeszczepy skóry ludzkiej”, „bank tkanek”, „bioinżynieria”, „donacja”. Przeszukano bazę PubMed. W toku analizy literatury usystematyzowano zebrany materiał dotyczący roli banków tkanek w przeszczepianiu alogenicznych przeszczepów skórnych i przedstawiono w niniejszym artykule.

Wyniki Po wprowadzeniu słów kluczowych do bazy danych PubMed: allogenic skin grafts otrzymano 4675 rekordów. Następnie użyto takich filtrów, jak: publikacje z ostatnich 5 lat, ludzka skóra, anglojęzyczne publikacje, dzięki którym uzyskano docelowo 526 artykułów. Zdecydowana większość wyświetlonych pozycji nie dotyczyła bezpośrednio alogenicznej skóry ludzkiej, tylko traktowała o komórkach macierzystych bądź innych tematach zbliżonych, ale niedotyczących niniejszego przeglądu. W pracy finalnie zdecydowano się na wykorzystanie 45 z 526 pozycji.

Biomateriały Zapotrzebowanie na materiały, które będą w stanie zastąpić zniszczone tkanki i narządy wciąż rośnie. 104

Rycina 1. Przykład alogenicznego biostatycznego przeszczepu skóry sterylizowanego radiacyjnie, mrożonego i przechowywanego w banku tkanek Centrum Leczenia Oparzeń im. dr. S. Sakiela w Siemianowicach Śląskich Źródło: własne

Do najkorzystniejszej z form zalicza się przeszczep autologiczny, czyli taki, w którym sam pacjent jest dla siebie dawcą. Na przykład przy wykorzystaniu skóry własnej, pobranej z miejsca nieuszkodzonego, a następnie przeszczepionej na ranę oparzeniową nie obserwuje się odpowiedzi układu immunologicznego [8, 9]. Ograniczenia związane ze stosowaniem autologicznych wolnych przeszczepów skóry pośredniej grubości (WPSPG) wymuszają poszukiwanie nowych metod i środków leczenia, np. u ciężko oparzonych pacjentów. Alternatywną procedurą ratującą życie w terapii rozległych oparzeń pełnej grubości skóry, w przypadku których występuje deficyt pól dawczych, jest wykonanie przeszczepu wyhodowanych © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Rola banków tkanek – przeszczepy alogenicznej skóry ludzkiej

in vitro autologicznych keratynocytów i fibroblastów będącymi produktami leczniczymi terapii zaawansowanej ATMP lub opracowanych na drodze inżynierii tkankowej naturalnych substytutów skóry (opatrunków biologicznych) [10–12]. W zależności od zastosowanych procedur przetwarzania tkanek po pobraniu oraz metod ich następczej konserwacji i przechowywania wyróżnia się: • przeszczepy biowitalne – zawierają żywe komórki, np. przeszczepy rogówki poddane po pobraniu jedynie chłodzeniu w płynie odżywczym z antybiotykami oraz przeszczepy zastawek serca i naczyń krwionośnych poddane krioprezerwacji (kontrolowanemu zamrażaniu w obecności czynnika ochronnego); • przeszczepy biostatyczne – pozbawione żywych komórek, do których zalicza się sterylizowane radiacyjne przeszczepy kości, chrząstki, skóry czy owodni [8]. Obiecującą alternatywą dla autologicznych przeszczepów skóry jest tzw. bezkomórkowa macierz skórna (acellular dermal matrix – ADM). Bezkomórkowa macierz skórna to tkanka przeszczepu alogenicznego, która jest odpowiednio przetwarzana w celu usunięcia wszystkich komórek naskórka i skóry, przy zachowaniu pozostałej bioaktywnej matrycy skórnej. Przykłady przedstawiono na rycinach 2 i 3.

Rycina 2. Przygotowanie do przeszczepienia na ranę ADM (bezkomórkowej macierzy skórnej) Źródło: własne

W pracy zespołu Dai i wsp. przedstawiono podział substytutów skóry ze względu na budowę histologiczną. Wyróżniono naskórkowe, skórne i złożone substytuty skóry, w zależności od zawartego w nich składnika skóry. Następnie dokonano podziału na określone kategorie w zależności od ich składu i źródła materiału (np. naturalne i syntetyczne). Ponieważ nie ma idealnej opcji dla substytutów skóry, które © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

spełniałyby wszystkie kryteria optymalnego gojenia się ran, trwają badania oceniające i rozwijające różne opcje substytutów skóry [13, 14].

Rycina 3. Aplikacja na ranę ADM (bezkomórkowej macierzy skórnej) Źródło: własne

W przypadku rozlegle i głęboko oparzonych pacjentów (z deficytem miejsc dawczych) można rozważyć podanie komórek skóry (keratynocytów i fibroblastów) hodowanych in vitro. Jedną z możliwych dróg podania wyhodowanych in vitro keratynocytów i/lub fibroblastów może być aerozol zawiesiny komórek w żelu bogatopłytkowo-leukocytarnym bezpośrednio na przygotowane miejsce biorcze (ranę oparzeniową) (ryc. 4A, B, 5). Do uzyskania wymaganej liczby hodowlanych autologicznych komórek skóry wymagane są około 3 tygodnie. Istnieje również możliwość wykorzystania komórek alogenicznych. Komórki alogeniczne pochodzą od pacjentów, którzy mieli założoną hodowle in vitro autologicznych komórek skóry, jednak zmarli przed podaniem własnych, wyhodowanych komórek. W tej sytuacji istnieje możliwość wykorzystania tej hodowli dla innego pacjenta. Dlatego komórki alogeniczne są uważane za produkt gotowy do użycia [15]. Terapia ran przewlekłych również może odbywać się z wykorzystaniem materiału pochodzącego z banku tkanek. Do powstania rany przewlekłej może dojść na skutek przedłużającej się fazy zapalnej podczas procesu gojenia, co uniemożliwia wystąpienie kolejnych etapów regeneracji skóry. Typowe leczenie ran przewlekłych może obejmować stosowanie autoprzeszczepów oraz aloprzeszczepów pobranych od dawców zmarłych. Niemniej terapia rozległych lub głębokich ran może wymagać dodatkowo wdrożenia wybranych zaawansowanych form terapii obejmujących stosowanie m.in. produktów inżynierii tkankowej lub produktów leczniczych 105

Anna Hepa-Banasik, Magdalena Szatan, Justyna Glik i wsp.

terapii zaawansowanej ATMP, np. mezenchymalnych komórek macierzystych w celu zmniejszenia stanu zapalnego i przyspieszenia procesu gojenia [16, 17]. Wraz z gwałtownie rosnącą liczbą chorych cierpiących z powodu cukrzycy typu 2 na świecie przewiduje się wzrost liczby przypadków przewlekłych, trudno gojących się lub niegojących się ran i owrzodzeń, tzw. stóp cukrzycowych. Pomimo stale podnoszonego poziomu wiedzy w zakresie patofizjologii powstawania owrzodzeń w przebiegu cukrzycy A

to pielęgnacja i skuteczne leczenie tego typu ran stanowi nadal poważne wyzwanie terapeutyczne. Podobny problem dotyka chorych z owrzodzeniami troficznymi podudzi. Przewlekła niewydolność żylna staje się chorobą cywilizacyjną XXI w. W tym ujęciu wzrasta zainteresowanie rozwojem nowych typów terapii i zastosowania nowoczesnych opatrunków biologicznych [18]. Banki tkanek starają się sprostać tym problemom, wspierając lekarzy w przygotowaniu osocza bogatopłytkowego (platelet rich plasma – PRP). Jest ono koncentratem o szczególnie dużym stężeniu płytek krwi (PLT) w ograniczonej objętości osocza. Zawiera czynniki wzrostu oraz bioaktywne białka regulujące różnicowanie komórek, modulowanie ich rozwoju oraz stymulowanie aktywności. Na rycinie 6 przedstawiono iniekcję preparatu PRP.

Rycina 6. Iniekcje z preparatu PRP w brzegi rany powstałej na tle niewydolności tętniczo-żylnej Źródło: własne

Skóra ludzka jako źródło materiału biologicznego dla inżynierii tkankowej Rycina 4 A, B. Hodowla in vitro keratynocytów w banku tkanek. Warunki hodowli: 37°C, 5% CO2, 90% wilgotności Źródło: własne

Rycina 5. Przeszczep keratynocytów na wolny przeszczep skóry pośredniej grubości. Źródło: własne 106

Skóra jest największym narządem człowieka. Masa skóry dorosłego mężczyzny wraz z tkanką podskórną może wynosić nawet 18–20 kg, natomiast jej powierzchnia może osiągać u dorosłego człowieka 1,7–2 m2. Grubość skóry wynosi 0,5–4 mm [19]. Skóra ludzka jest bogatym w kolagen źródłem biomateriałów wykorzystywanych w inżynierii tkankowej. Natomiast od wyprodukowanych substytutów skóry oczekuje się, aby miały cechy fizjologiczne i strukturalne naturalnej skóry [6]. Zdrowa skóra pełni szereg funkcji. Zapewnia np. barierę ochronną przed drobnoustrojami, utratą wody i uszkodzeniami spowodowanymi promieniowaniem ultrafioletowym, bierze udział w termoregulacji, odgrywa rolę narządu zmysłu (dotyk, ból itp.). W wyniku urazu może dojść do powstania zaburzeń strukturalnej i funkcjonalnej integralności skóry. Proces gojenia się rany jest złożony i zwykle wielofazowy. W wyniku zaburzeń procesu gojenia może dojść do powstania ran przewlekłych [20–22]. Skóra ma budowę warstwową. Składa się z naskórka, skóry właściwej i tkanki podskórnej. © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Rola banków tkanek – przeszczepy alogenicznej skóry ludzkiej

Naskórek jest zbudowany z 6–20 warstw komórek pochodzenia ektodermalnego. W zależności od narażenia na czynniki środowiskowe liczba warstw komórek jest zmienna, szczególnie w warstwie komórek zrogowaciałych [19]. Wyróżnia się następujące: • warstwa podstawna – zawiera komórki macierzyste i keratynocyty, których wzrost umożliwia regenerację naskórka, oraz komórki Merkla i melanocyty; • warstwa kolczysta – stanowi konstrukcję nadającą skórze wytrzymałość na bodźce mechaniczne; • warstwa ziarnista – złożona z tonofibryli i 2–6 warstw wrzecionowatych komórek o spłaszczonych jądrach komórkowych; • warstwa jasna – nie występuje we wszystkich okolicach naskórka, zwykle brak jej w naskórku skóry cienkiej; • warstwa rogowa – będącą z punktu widzenia ochrony przed urazami chemicznymi czy mechanicznymi najważniejszą warstwą naskórka. Składa się ona ze spłaszczonych, pozbawionych jąder komórkowych korneocytów wypełnionych keratyną i naturalnym czynnikiem nawilżającym [19]; • błona podstawna – bezkomórkowa warstwa łącząca naskórek ze skóra właściwą; • blaszka jasna; • skóra właściwa – zbudowana z mocnej tkanki łącznej poprzetykanej naczyniami włosowatymi. Sieć elastycznych włókien kolagenowych, retikulinowych i sprężystych wypełniają również sploty naczyń chłonnych, zakończenia nerwowe, a także gruczoły potowe i łojowe; • warstwa brodawkowata – zbudowana z tkanki łącznej włóknistej zawierającej oprócz włókien kolagenowych i sprężystych znaczną ilość włókien siateczkowych; • warstwa siateczkowata – zbudowana z bardzo gęstej sieci włókien kolagenowych i retikulinowych. • blaszka ciemna; • blaszka siateczkowata. Tkanka podskórna zasadniczo nie należy do skóry. Jest z nią jedynie ściśle związana czynnościowo i anatomicznie. Grubość tkanki podskórnej jest osobniczo zmienna [19, 23].

Banki tkanek na świecie Zapotrzebowanie na przeszczepy narządów i tkanek gwałtownie wzrosło na całym świecie w ciągu ostatniej dekady ze względu na zwiększoną częstość występowania niewydolności ważnych narządów, rosnący sukces i większą poprawę wyników po © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

przeszczepie. Jednak niedostępność odpowiednich narządów oraz tkanek do przeszczepów w celu zaspokojenia istniejącego zapotrzebowania doprowadziła do poważnych kryzysów związanych z niedoborem narządów i tkanek. W rezultacie nastąpił znaczny wzrost liczby pacjentów na listach oczekujących na przeszczep, a także liczby pacjentów umierających wpisanych na listę oczekujących. Ten kryzys związany z niedoborem narządów pozbawił tysiące pacjentów nowej, lepszej jakości życia i spowodował znaczny wzrost kosztów alternatywnej opieki medycznej, takiej jak dializy [24]. Polska W Polsce powołano Krajowe Centrum Bankowania Tkanek i Komórek w Warszawie oraz Poltransplant, które są odpowiedzialne za koordynowanie procesem transplantacyjnym narządów oraz tkanek. Obowiązuje ustawa z 1 lipca 2005 r. o pobieraniu, przechowywaniu i przeszczepianiu komórek, tkanek i narządów (Dz. U. 2005 Nr 169, poz. 1411 z późn. zm.), rozporządzenie Ministra Zdrowia z 29 września 2016 r. w sprawie szczegółowych warunków pobierania, przechowywania i przeszczepiania komórek, tkanek i narządów (Dz.U. 2016 poz. 1674) oraz zarządzenie Ministra Zdrowia z 2 lipca 2010 r. w sprawie Centrum Organizacyjno-Koordynacyjnego ds. Transplantacji Poltransplant (Dz. Urz. MZ 2010 Nr 9 poz. 58 z późn. zm.). Dane dotyczące przeszczepiania narządów od zmarłych dawców w 2022 r. przedstawiono w tabeli I. W tabeli II zamieszczono informacje o liście oczekujących na przeszczep w 2022 r. Na stronie Poltransplantu nie podano aktualnych danych dotyczących przeszczepiania skóry alogenicznej. Może to sugerować potrzebę uwzględniania danych dotyczących liczby pobrań oraz ilości pobranego materiału, jak również alokacji przygotowanych przeszczepów alogenicznej skóry. Wielka Brytania Dawstwo narządów tkanek po śmierci mózgu pozostaje preferowaną drogą dawstwa narządów zmarłego. W Wielkiej Brytanii obecny wskaźnik identyfikacji i kierowania potencjalnych dawców po śmierci mózgu wynosi 99%, natomiast wskaźnik testów określających zgon za pomocą kryteriów neurologicznych wynosi 86%. Zwiększenie dawstwa po stwierdzeniu śmierci mózgu będzie wymagało przede wszystkim dużego wzrostu obecnego wskaźnika zgody, wynoszącego 72%, do poziomu odpowiadającego wskaźnikowi zgody 80–90% osiąganemu w innych krajach europejskich [25, 26]. 107

Anna Hepa-Banasik, Magdalena Szatan, Justyna Glik i wsp.

Tabela I. Statystyka przeszczepiania narządów od zmarłych dawców w 2022 r. w Polsce Nerka

Nerka i trzustka

Wątroba

Serce

Płuco

Razem

Styczeń

Luty

Marzec

Kwiecień

160

Maj

122

Czerwiec

129

Lipiec

123

Sierpień

Wrzesień

120

Październik

107

Listopad

146

Grudzień

478

161

Razem

784

334

173

1402

Miesiąc

Źródło: Statystyka 2022 (poltransplant.org.pl) [dostęp: 9.06.2023]

Tabela II. Krajowa lista oczekujących na przeszczepienie w 2022 r.

nerki i trzustki

nerki serca

nerki i wątroby

trzustki

wątroby

wątroby i płuca

serca

serca i płuca

serca i wątroby

płuca

Razem

Styczeń*

1015

143

412

157

1805

Luty*

1032

140

421

157

1831

Marzec*

1070

142

415

163

1874

Kwiecień*

1023

154

402

135

1797

Maj*

1039

152

390

142

1800

Czerwiec*

1037

148

388

116

1764

Lipiec*

1029

151

388

125

1764

Sierpień*

1065

158

398

130

1820

Wrzesień*

1086

157

392

131

1837

Październik*

1117

157

387

132

1865

Listopad*

1108

150

392

129

1855

Grudzień*

1119

145

381

138

1856

Miesiąc

nerki płuca

nerki

Oczekujących na przeszczepienie

Osoby zgłoszone do KLO po zakwalifikowaniu do przeszczepiania w ośrodku kwalifikacyjnym, bez chorych czasowo zawieszonych * Oczekujących ostatniego dnia miesiąca Źródło: Statystyka 2022 (poltransplant.org.pl) [dostęp: 9.06.2023]

Azja Działalność banków tkanek w regionach Azji i Pacyfiku jest regulowana przez dwie instytucje – Międzynarodową Agencję Energii Atomowej (MAEA) poprzez projekty Regionalnej Umowy o Współpracy, oraz przez Stowarzyszenie Bankowości Tkanek Chirurgicznych Azji i Pacyfiku (APASTB) [4, 27, 28]. 108

Indie W Indiach donacja również jest uregulowana prawnie, niemniej jednak znacząco różni się od przepisów prawa obowiązujących w Polsce. Poprawki do indyjskiej ustawy o transplantacji narządów ludzkich z 1994 r. ustanowiły legalność dawstwa tkanek i przeszczepów od zmarłych dawców oraz warunki, © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Rola banków tkanek – przeszczepy alogenicznej skóry ludzkiej

Rycina 7. Przedstawiono zgłaszaną aktywność przeszczepów na całym kontynencie afrykańskim (obszary zacienione na pomarańczowo). Niebieskie obszary albo nie zgłaszają aktywności przeszczepów, albo nie są gospodarzami żadnej aktywności przeszczepu. Z tego obrazu jasno wynika, że przeszczepianie narządów jest dostępne w bardzo ograniczonym zakresie na całym kontynencie Źródło: Etheredge HR. Assessing Global Organ Donation Policies: Opt-In vs Opt-Out. Risk Manag Healthc Policy 2021; 14: 1985–1998 [31].

na jakich są one dozwolone. Znowelizowana ustawa, znana obecnie jako ustawa o transplantacji narządów i tkanek ludzkich z 1994 r., ma na celu zapobieganie komercjalizacji dawstwa tkanek i zagwarantowanie bezpieczeństwa miejscowych aloprzeszczepów. Rejestracja banków tkanek, zgodność z krajowymi standardami oraz powołanie koordynatorów transplantacji w szpitalach zarejestrowanych na podstawie ustawy są już obowiązkowe. Wprowadzono krajowy rejestr oraz regionalne i stanowe sieci dawstwa i przeszczepiania tkanek. Pomimo nowelizacji nadal istnieje kilka nieprawidłowości w podstawowej ustawie, ponieważ przeoczono niektóre różnice między dawstwem tkanek i narządów a przeszczepami. Obejmują one możliwość oddawania skóry w miejscach innych niż szpitale; oddawanie pozostałości tkanek medycznych i chirurgicznych, które nie stanowią żadnego zagrożenia dla żywego dawcy; brak wymogu zgodności między dawcą a biorcą; opóźnienie © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

czasowe między dawstwem tkanki a przeszczepem, który uniemożliwia identyfikację biorcy w momencie dawstwa; łatwa dostępność alternatyw dla tkanek, co sprawia, że listy oczekujących są zbędne w przypadku wielu tkanek. Zasady wdrażania znowelizowanej ustawy zostały sformułowane w 2014 r., ale podobnie jak ustawa muszą zostać uchwalone przez państwowe zgromadzenia sanitarne, aby stały się powszechnie obowiązujące w kraju [29–31]. Chiny, Hongkong, Tajwan Z różnych powodów osoby pochodzenia chińskiego (Chiny, Hongkong lub Tajwan) i południowoazjatyckiego (subkontynent indyjski), stanowiące dwie największe grupy mniejszości etnicznych w Ontario w Kanadzie, mogą być mniej skłonne do rejestracji w celu dawstwa narządów zmarłych niż ogół społeczeństwa, a ich rodziny mogą być mniej skłonne do wyrażenia zgody na dawstwo narządów w chwili 109

Anna Hepa-Banasik, Magdalena Szatan, Justyna Glik i wsp.

śmierci. Aby potwierdzić tą hipotezę Alvin Ho-Ting Li wraz z zespołem przeprowadzili dwa badania populacyjne: (1) badanie przekrojowe rejestracji zmarłych dawców narządów od maja 2013 r. oraz (2) badanie kohortowe etapów postępowania w sprawie dawstwa narządów zmarłych u pacjentów, którzy zmarli w szpitalu od października 2008 r. do grudnia 2012 r. Wyniki badania wskazują, że w Ontario, w Kanadzie, Chińczycy i osoby pochodzenia południowoazjatyckiego rzadziej się rejestrują, a ich rodziny rzadziej wyrażają zgodę na dawstwo narządów w porównaniu z pozostałą opinią publiczną. Istnieje możliwość budowania wsparcia dla dawstwa narządów i tkanek w tych dwóch dużych społecznościach etnicznych w Kanadzie [28, 31]. Republika Południowej Afryki Ma bardzo niskie i niezmienne wskaźniki dawstwa narządów. Kluczowym punktem na ścieżce dawstwa narządów jest uzyskanie świadomej zgody rodziny, która jest niezbędna przed rozpoczęciem dawstwa narządów. Nie opublikowano badań dotyczących wskaźnika zgody i czynników, które na to wpływają. Sześciu koordynatorów (3 z sektora państwowego i 3 z sektora prywatnego) zarejestrowało dane 83 kolejnych rodzin, do których zwrócono się w 16 szpitalach w okresie 1 roku. Zgoda na dawstwo narządów została udzielona dla 23 wniosków rodzinnych [n = 18 (sektor państwowy); n = 5 (sektor prywatny)]. Liczba rodzin, do których się zwrócono, była większa w sektorze państwowym (n = 74) niż w sektorze prywatnym (n = 9). Ogólny wskaźnik zgody wyniósł 27,7% [24,3% (sektor państwowy); 55,5% (sektor prywatny)]. Większość skierowań pochodziła z oddziałów urazowych i ratunkowych (n = 55; 66,3%), a bardzo niewiele z oddziałów intensywnej terapii (n = 25; 30,1%). Natychmiastowa resuscytacja płynowa była wymagana u 56 (67,5%) potencjalnych dawców. Większość rodzin (n = 74; 89,2%) była otwarta na prośbę o dawstwo narządów, niezależnie od ich ostatecznej decyzji dotyczącej dawstwa. Głównym powodem odmowy zgody było to, że było to sprzeczne z ich religią (n = 21) lub kulturą (n = 18) [32, 33]. Badanie to wykazało, że liczba rodzin, do których zwrócono się o zgodę na dawstwo narządów, była niska w Western Cape (niższa w sektorze prywatnym), przy niskim wskaźniku zgody (niższym w sektorze państwowym). Zarządzanie dawcami przez zespoły kliniczne musi być ciągłe i aktywne podczas procesu wyrażania zgody. Dyskusje na temat zgody (i inicjatywy uświadamiające społeczeństwo) muszą być wrażliwe na religijne i kulturowe 110

zastrzeżenia dotyczące dawstwa narządów oraz radzić sobie z nimi [34, 35]. Malezja Luka między popytem a podażą narządów ludzkich do przeszczepów rośnie w Malezji, pomimo wysiłków rządów na rzecz promowania rejestracji dawców. Czynniki wpływające na gotowość do oddania krwi są kontekstowe i różnią się w zależności od kraju. Badania te koncentrują się głównie na wyborze najbardziej odpowiedniego systemu dawstwa narządów poprzez czynniki wpływające na chęć dawstwa w Malezji. Celem tego badania jest nadanie priorytetu czynnikom działającym jako filary systemu dawstwa narządów oraz wybór najbardziej odpowiedniego systemu dawstwa narządów dla Malezji [36]. Na podstawie wyników wielokryterialnej metody hierarchicznej analizy problemów decyzyjnych (analytical hierarchal process – AHP) oczywiste jest, że postrzeganie dawstwa (0,36) ma najwyższy priorytet w wpływaniu na wskaźniki dawstwa narządów, a następnie status społeczno-ekonomiczny (0,32), czynniki demograficzne (0,23) i zachęty finansowe (0,09). Ponadto uzyskane wyniki kwestionują istniejący system dobrowolnego oddawania krwi w Malezji i przedstawiają podejście domniemane jako odpowiedni system do zwiększenia wskaźnika dawstwa zmarłych w Malezji. Podejście domniemane promuje rolę pracowników służby zdrowia w uzyskiwaniu zgody rodziny [36]. Podejście to jest strategią zorientowaną na osobę, a nie na proces, i opiera się na umiejętnościach wyznaczonych wnioskodawców, aby wywołać altruizm wśród rodzin pogrążonych w żałobie. Na podstawie wyników autorzy zalecili, aby odpowiednie agencje rządowe skupiły się na szkoleniu pielęgniarek w celu omówienia dawstwa z rodzinami w żałobie i podniesienia świadomości społecznej [36]. Niemcy Dawstwo narządów osiągnęło w Niemczech nowy poziom. Liczba dawców narządów spadła z 1296 w 2010 r. do zaledwie 797 dawców narządów w 2017 r. Oznacza to spadek o 916 przeszczepów nerek w ciągu ostatnich 6 lat (tab. III). Tym samym Niemcy zajmują przedostatnie miejsce w stowarzyszeniu Eurotransplant pod względem liczby dawców narządów na milion mieszkańców. Tylko Luksemburg ma mniej ze względu na odsetek obcokrajowców wynoszący 47,5%, a wielu z nich mieszka w sąsiednich krajach europejskich [37]. Jednak Niemcy są nie tylko daleko w tyle pod względem liczby dawców narządów © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

Rola banków tkanek – przeszczepy alogenicznej skóry ludzkiej

Tabela III. Donacja w Niemczech w ciągu ostatnich 10 lat Typ donacji

2013

2014

2015

2016

2017

2018

2019

2020

2021

2022

Od dawcy zmarłego

865

851

863

834

769

933

899

888

899

844

Od dawcy żyjącego

811

680

695

659

619

695

575

503

529

577

Razem

1676

1531

1558

1493

1388

1628

1474

1391

1428

1421

Źródło: Eurotransplant – Statistics [dostęp: 9.06.2023] [44]

w stowarzyszeniu Eurotransplant, lecz także na samym dole w porównaniu z innymi krajami europejskimi o porównywalnych strukturach politycznych, etycznych, religijnych i społecznych. Niemcy są krajem o jednym z najlepszych systemów opieki zdrowotnej na świecie, ale nie w dziedzinie dawstwa narządów. Nie ma jednego i ogólnego rozwiązania tego problemu. Istnieje wiele różnych punktów do rozważenia i rozwiązania. Obejmują one edukację populacji, wskazanie woli oddania narządów lub ich odrzucenia, szkolenie lekarzy w zakresie rozpoznawania potencjalnych dawców narządów, wsparcie dla urzędników transplantacyjnych i wiele innych. W szczególności jednak należy zastanowić się nad rozwiązaniem opt-out (domniemanej zgody). Minister Jens Spahn przyznał w rozmowie z gazetą „Bild”, że proponowane przez niego domniemanie zgody stanowi ingerencję państwa w wolność jednostki, ale wszystkie inne próby rozwiązania problemu spadającej liczby dawców nie przyniosły poprawy sytuacji. „Dlatego potrzebujemy szerokiej publicznej debaty o domniemaniu zgody” – powiedział Spahn [38]. Szybki rozwój bankowości tkanek i związanych z nią organizacji międzynarodowych nastąpił po upadku muru berlińskiego w 1991 r. Ten gwałtowny wzrost współpracy doprowadził do ogólnoświatowego konstruktywnego ruchu na rzecz wykorzystania i produkcji ludzkich tkanek. W miarę upływu lat industrializacja, prowadzona przez Stany Zjednoczone, poprawiła jakość aloprzeszczepów tkanek, ale doprowadziła do wyższych kosztów i konsolidacji w rozwijającym się przemyśle [7, 39, 40].

Prawo do wyrażenia zgody (opt-in) oraz prawo do rezygnacji (opt-out) W niniejszym artykule stwierdzono, że istnieje niewielka różnica między systemami dawstwa narządów typu opt-in i opt-out w celu zwiększenia liczby dawców, gdy są one stosowane w izolacji. Niezależne przejście na system opt-out nie przynosi żadnych oczywistych korzyści i może zaszkodzić wysiłkom na rzecz zwiększenia darowizn. Konieczne jest raczej usunięcie barier dla dawstwa narządów na kilku poziomach wraz z przejściem do systemu. Ponadto © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

dla wielu krajów korzystniejsze może być odpowiednie ubezwłasnowolnienie już istniejącego systemu dawstwa niż wprowadzanie znaczących zmian w związanym z nim zapotrzebowaniu na zasoby. Przez dziesięciolecia międzynarodowa społeczność transplantologiczna była zaangażowana w ożywioną debatę na temat zalet przejścia od domyślnych systemów opt-in do polityki opt-out w celu zwiększenia liczby dawców narządów i lepszego zaspokojenia stale rosnącego zapotrzebowania na przeszczepy ratujące życie. Opt-out jest z pewnością w modzie, ponieważ Walia, Anglia i Nowa Szkocja niedawno zdecydowały się na zmianę na opt-out, Szkocja ma zostać opt-out w marcu 2021 r., a Irlandia Północna i Kanada poważnie rozważają podobny ruch. Dzięki temu, że w ciągu ostatnich 20–30 lat kilka krajów przeszło z opt-in na opt-out, istnieją zestawy solidnych danych dotyczących zmian w czasie, które pomagają w analizie skuteczności systemów dawstwa. Jednak dane te są często sprzeczne i w dużej mierze niejednoznaczne, co sugeruje, że w grę mogą wchodzić inne czynniki. W niniejszym dokumencie dokonano przeglądu niektórych pojawiających się trendów w polityce dobrowolnego i opt-out w zakresie dawstwa narządów i rozważono najnowsze dane, które wyjaśniają niektóre z głównych sporów w każdym z nich. Szczegółowo omówiono ramy etyczne leżące u podstaw systemów dawstwa, takie jak świadoma zgoda, zaufanie i przejrzystość. Dużo czasu poświęca się również systemom opt-in vs opt-out w krajach rozwijających się, które są zwykle wyłączone z wielu analiz i w których napotykane wyzwania są potęgowane przez ograniczenia społeczno-gospodarcze. Stanowi to poważną lukę w niedawno opublikowanej literaturze, ponieważ kraje rozwijające się często pozostają daleko w tyle za swoimi rozwiniętymi odpowiednikami pod względem liczby dawców i przeszczepów [37, 38, 40].

Podsumowanie Substytuty skóry mają na celu przyspieszenie gojenia się ran poprzez wymianę macierzy pozakomórkowej i mogą być stosowane do wspomagania gojenia zarówno ran ostrych, jak i przewlekłych [16, 41]. 111

Anna Hepa-Banasik, Magdalena Szatan, Justyna Glik i wsp.

Alogeniczne biostatyczne przeszczepy skóry stanowią doskonały materiał tkankowy, stosowany w leczeniu pacjentów oparzonych i z ranami przewlekłymi. Podczas pobrania ze zwłok ludzkich uzyskuje się materiał tkankowy pozwalający na stworzenie znacznej rezerwy alogenicznych przeszczepów skóry, przygotowywanych i przechowywanych przez bank tkanek [10, 42]. Na podstawie danych rocznikowych opracowanych przez Krajowe Centrum Bankowania Tkanek i Komórek w Warszawie KCBTiK wykazano, że odsetek dawców skóry spoś́ród wszystkich dawców rzeczywistych wynosił 6,9% [43, 44]. Nie należy mieć żadnych wątpliwości, że taka ilość pobranej alogenicznej skóry ludzkiej nie jest w stanie zaspokoić rzeczywistego zapotrzebowania klinicznego na tego typu preparaty. Na stronie Poltransplantu oraz KCBTiK nie podano aktualnych danych dotyczących przeszczepiania skóry alogenicznej. Może to sugerować potrzebę uwzględniania danych dotyczących liczby pobrań oraz ilości pobranego materiału, jak również alokacji przygotowanych przeszczepów alogenicznej skóry. Istnieje kilka procedur i ścieżek, które, jak wykazano, zapewniają praktyczne i skuteczne rozwiązania tego kryzysu. Można zaproponować kilka rozwiązań systemowych, m.in. wdrożenie odpowiednich programów edukacyjnych dla personelu publicznego i szpitalnego w zakresie potrzeby i korzyści płynących z dawstwa narządów ze szczególnym uwzględnieniem tkanek, propagowanie akceptacji koncepcji „domniemanej zgody”, wypracowanie altruistycznego systemu dawstwa od żywego dawcy na rzecz nieznanego biorcy [45]. Autorzy niniejszej pracy głęboko wierzą, że wdrożenie tych ścieżek pozyskiwania narządów od żywych i zmarłych dawców, przy odpowiednim uwzględnieniu kryteriów etycznych, religijnych i społecznych społeczeństwa, pozwoli wyeliminować kryzys niedoboru narządów oraz tkanek i wiele istnień ludzkich zostanie uratowanych dzięki procesowi dawstwa i przeszczepiania narządów.

Wnioski Przeszczepianie tkanek i narządów stanowi jedno z najważniejszych osiągnięć współczesnej medycyny. Niestety, problem deficytu dawców skóry alogenicznej jest rzadko poruszany w literaturze. Podczas gdy badacze poruszają temat potrzeby donacji narządów, niewiele źródeł literaturowych zwraca uwagę na to, że rezerwy ludzkich alogenicznych przeszczepów skóry nie są wystarczające dla zapewnienia potrzeb 112

klinicznych. Dlatego też problemy transplantologii tkankowej ze szczególnym uwzględnieniem skóry stały się przewodnim tematem niniejszego artykułu ze względu na niski odsetek pobrań właśnie skóry.

Oświadczenie Autorzy deklarują brak konfliktu interesów. Piśmiennictwo 1. Kamiński A. Przeszczepy tkankowe i komórkowe. W: Czerwiński J, Małkowski P (red.). Medycyna transplantacyjna dla pielęgniarek. PZWL, Warszawa 2017, str. 563–576. 2. Corsi CAC, Shoji M, Scarpelini KCG i wsp. Implementation and certification of ISO 9001:2015 seal in human tissue bank HCFMRP-USP. Cell Tissue Bank 2020; 21: 563–571. DOI: 10.1007/ s10561-020-09852-1. 3. Khan AA, Khan IM, Nguyen PP i wsp. Skin Graft Techniques. Clin Podiatr Med Surg. 2020; 37: 821–835. DOI: 10.1016/j.cpm.2020.07.007. 4. Phillips GO. The emergence and pitfalls of international tissue banking. Cell Tissue Bank 2018; 19: 167–173. DOI: 10.1007/ s10561-018-9696-z. 5. Dziedzic-Gocławska A, Kamiński A. Biostatyczne przeszczepy tkankowe. W: Rowiński W, Wałaszewski J, Pączek L (red.). Transplantologia kliniczna. PZWL, Warszawa 2004; 609–611 i 617–623. 6. Łabuś W, Kawecki M, Nowak M. Rola inżynierii tkankowej w leczeniu ran oparzeniowych. Polski Przegląd Chirurgiczny 2012; 84: 284–291. 7. Dörr B, Zeh RM, Rodriguez Torres LM, Stoyanov JV. Regulatory Challenges to Swiss Biobanks: A Qualitative Study. Praxis (Bern 1994) 2019; 108: 205. DOI: 10.1024/1661-8157/a003190. 8. Uhrynowska-Tyszkiewicz I. Biostatyczne przeszczepy tkankowe. W: Rolka H, Kowalewska B, Jankowiak B, Krajewska-Kułak E (red.). Transplantologia i pielęgniarstwo transplantacyjne. PZWL, Warszawa 2017; 302–362. 9. Blaise O, Duchesne C, Banzet S i wsp. A Murine Model of a Burn Wound Reconstructed with an Allogeneic Skin Graft. J Vis Exp 2020; (162): 10.3791/61339. DOI: 10.3791/61339. 10. Klama-Baryła A, Łabuś W, Kraut M i wsp. Zastosowanie przygotowanych w banku tkanek przeszczepów tkankowych i komórkowych w leczeniu oparzeń oraz ran przewlekłych. Chir Pla Oparz 2019; 7: 9–16. 11. Akbarzadeh S, McKenzie MB, Rahman MM, Cleland H. Allogeneic Platelet-Rich Plasma: Is It Safe and Effective for Wound Repair? Eur Surg Res 2021; 62: 1–9. DOI: 10.1159/000514223. 12. Kaufhold-Wedel C, Hummel M, Brobeil A i wsp. Qualitätssicherung im Gewebebiobanking – Ein Überblick [Quality assurance in tissue biobanking-an overview]. Pathologie (Heidelb) 2022; 43: 365–371. DOI: 10.1007/s00292-022-01078-0. 13. Dai C, Shih S, Khachemoune A. Skin substitutes for acute and chronic wound healing: an updated review. J Dermatolog Treat 2020; 31: 639–648. DOI: 10.1080/09546634.2018.1530443. 14. Strong DM. Tissue banking, biovigilance and the notify library. Cell Tissue Bank 2018; 19: 187–195. DOI: 10.1007/s10561-017-9639-0. 15. Klama-Baryła A, Kitala D, Łabuś W i wsp. Autologous and Allogeneic Skin Cell Grafts in the Treatment of Severely Burned Patients: Retrospective Clinical Study. Transplant Proc 2018; 50: 2179–2187. DOI: 10.1016/j.transproceed.2017.11.079. 16. Przekora A. A Concise Review on Tissue Engineered Artificial Skin Grafts for Chronic Wound Treatment: Can We Reconstruct Functional Skin Tissue In Vitro? Cells 2020; 9: 1622. DOI: 10.3390/cells9071622. 17. Baltazar T, Merola J, Catarino C i wsp. Three Dimensional Bioprinting of a Vascularized and Perfusable Skin Graft Using Human Keratinocytes, Fibroblasts, Pericytes, and Endothelial Cells. Tissue Eng Part A 2020; 26: 227–238. DOI: 10.1089/ten.TEA.2019.0201. 18. Holl J, Kowalewski C, Zimek Z i wsp. Chronic Diabetic Wounds and Their Treatment with Skin Substitutes. Cells 2021; 10: 655. DOI: 10.3390/cells10030655.

Rola banków tkanek – przeszczepy alogenicznej skóry ludzkiej

19. Werner M, Wróblewski P, Kawecki M. Oparzenia – postępowanie w pierwszych godzinach. W: Guła P, Machała W (red.). Postępowanie w obrażeniach ciała w praktyce SOR. PZWL, Warszawa 2017; 599–614. 20. Snyder D, Sullivan N, Margolis D, Schoelles K. Skin Substitutes for Treating Chronic Wounds. Rockville (MD): Agency for Healthcare Research and Quality (US); February 2, 2020. 21. Yusof N. Advances of radiation sterilisation in tissue banking. Cell Tissue Bank 2018; 19: 175–186. DOI: 10.1007/s10561-017-9651-4. 22. Myint P. Radiation sterilisation and tissue banking. Cell Tissue Bank 2018; 19: 155–156. DOI: 10.1007/s10561-018-9705-2. 23. Harrison DK, Waldrip ZJ, Burdine L, Shalin SC, Burdine MS. DNA-PKcs Inhibition Extends Allogeneic Skin Graft Survival. Transplantation 2021; 105: 540–549. DOI: 10.1097/TP.0000000000003442. 24. Abouna GM. Organ shortage crisis: problems and possible solutions. Transplant Proc. 2008; 40: 34–38. DOI: 10.1016/ j.transproceed.2007.11.067. 25. Organ Donation and Transplantation Activity Report 2018-19. NHS Blood and Transplant.2019. Available at: https://nhsbtdbe.blob.core.windows. net/umbraco-assets-corp/16537/organ-d... [dostęp: 9.06.2023]. 26. Manara AR, Thomas I. Current status of organ donation after brain death in the UK. Anaesthesia 2020; 75: 1205–1214. DOI: 10.1111/ anae.15038. 27. Nather A, Mandy FSY, Ning T, Kaiying W. Tissue banking in Asia Pacific region: past, present and future. Cell Tissue Bank 2018; 19: 229–240. DOI: 10.1007/s10561-018-9697-y. 28. Li AH, McArthur E, Maclean J i wsp. Deceased Organ Donation Registration and Familial Consent among Chinese and South Asians in Ontario, Canada. PLoS One 2015; 10: e0124321. DOI: 10.1371/ journal.pone.0124321. 29. Lobo Gajiwala A. Regulatory aspects of tissue donation, banking and transplantation in India. Cell Tissue Bank 2018; 19: 241–248. DOI: 10.1007/s10561-018-9689-y. 30. Rhee J, Kern B, Cooper J, Freeman RB. Organ donation. Semin Liver Dis 2009; 29: 19–39. DOI: 10.1055/s-0029-1192053. 31. Etheredge HR. Assessing Global Organ Donation Policies: Opt-In vs Opt-Out. Risk Manag Healthc Policy 2021; 14: 1985–1998. DOI: 10.2147/RMHP.S270234. 32. Fabian J, Crymble K. End-of-life care and organ donation in South Africa – it’s time for national policy to lead the way. S Afr Med J 2017; 107: 11947. DOI: 10.7196/SAMJ.2017.v107i7.12486. 33. Pullen LC. Transplantation in Africa. Am J Transplant 2017; 17: 1431–1432. DOI: 10.1111/ajt.14331.

34. Thomson D. Getting better – health profession knowledge is key to improving deceased donation practices in South Africa. South Afr J Crit Care 2019; 35: 10.7196/SAJCC.2019.v35i2.414. DOI: 10.7196/ SAJCC.2019.v35i2.414. 35. Bookholane H, Michaelides A, Prins L i wsp. Factors influencing consent rates of deceased organ donation in Western Cape Province, South Africa. S Afr Med J 2020; 110: 204–209. DOI: 10.7196/ SAMJ.2020.v110i3.14227. 36. Naghavi N, Mubarik MS, Rasiah R, Sharif Nia H. Prioritizing Factors Affecting Deceased Organ Donation in Malaysia: Is a New Organ Donation System Required? Int J Gen Med 2020; 13: 641–651. DOI: 10.2147/IJGM.S253372 37. Weigand K. Organspende in Deutschland: Wollen wir nicht? Können wir nicht? Oder dürfen wir nicht? [Organ donation in Germany: Don’t we want to? Can’t we? Or are we not allowed?]. Urologe A 2018; 57: 1091–1099. DOI: 10.1007/s00120-018-0734-z. 38. Domniemana zgoda na pobranie organów w Niemczech. Menedżer Zdrowia [dostęp: 9.06.2023]. 39. Phillips GO. The emergence and pitfalls of international tissue banking. Cell Tissue Bank 2018; 19: 167–173. DOI: 10.1007/ s10561-018-9696-z. 40. Biblioteka raportów statystycznych Eurostransplant: www.Eurotransplant – Statistics.org [dostęp: 9.06.2023]. 41. Jayarajan S, Meissler JJ, Adler MW, Eisenstein TK. A Cannabinoid 2-Selective Agonist Inhibits Allogeneic Skin Graft Rejection In Vivo. Front Pharmacol 2022; 12: 804950. DOI: 10.3389/ fphar.2021.804950. 42. Mandujano-Tinoco EA, González-García F, Salgado RM i wsp. miR-31, miR-155, and miR-221 Expression Profiles and Their Association With Graft Skin Tolerance in a Syngeneic vs Allogeneic Murine Skin Transplantation Model. J Burn Care Res 2022; 43: 1160–1169. DOI: 10.1093/jbcr/irac003. 43. Zestawienie zbiorcze aktywności ośrodków zajmujących się bankowaniem tkanek i komórek w zakresie donacji za rok 2016 http:// www.kcbtik.pl/zestawienia/bt2016.pdf [dostęp: 9.06.2023]. 44. Łabuś W, Kitala D, Navarro A i wsp. The urgent need to achieve an optimal strategic stock of human allogeneic skin graft materials in case of a mass disaster in Poland. Cell Tissue Bank 2022; 23: 863–885. DOI: 10.1007/s10561-022-10001-z. 45. de Almeida GP, Lichtner P, Eckstein G i wsp. Human skin-resident host T cells can persist long term after allogeneic stem cell transplantation and maintain recirculation potential. Sci Immunol 2022; 7: eabe2634. DOI: 10.1126/sciimmunol.abe2634.

113

LECZENIE RAN 2023; 20 (3): 114–122

Review paper

DOI: 10.60075/lr.v20i3.46

The potential use of Lucilla sericata larvae in the local treatment of wounds in diabetic foot syndrome – a literature review Dariusz Bazaliński 1,2, Kamila Pytlak Paulina Szymańska3, Karol Sieńczak1,4

¹ Podkarpackie Specialist Oncology Centre. Specialist Hospital in Brzozow, Poland ² Institute of Health Sciences, College of Medical Sciences, University of Rzeszow, Poland ³ Department of Vascular Surgery, Specialist Hospital in Radom, Poland 4 Institute of Medicine, State University, Sanok, Poland

Address for correspondence Dariusz Bazaliński, Institute of Health Sciences, College of Medical Sciences, University of Rzeszow, al. mjr. W. Kopisto 2, 35-310 Rzeszow, Poland, e-mail: darek.bazalinski@wp.pl Received: 6.09.2023

Accepted: 18.09.2023

Abstract

Material and methods: Literature analysis spanning from 2012

Introduction: The increasing prevalence of diabetes poses

to 2023 was conducted, utilizing PubMed and Termedia databases with key words such as diabetic foot ulcer, Lucilia sericata, and maggot debridement therapy. Exclusion criteria comprised studies that treated wounds locally using methods other than larval therapy. Conclusions: Larval therapy in patients with diabetic foot syndrome accelerates wound debridement by stimulating reparative processes within the wound. The use of Lucilia sericata larvae may contribute to the reduction of antibiotic therapy duration, decreased hospitalization rates, and lowered amputation risks. Key words: maggot debridement therapy, diabetic foot ulcer.

a heightened risk of vascular complications in the lower limbs. The costs associated with wound management are substantial, accounting for approximately 1-3% of total healthcare expenditures in developed countries. Implementing and maintaining preventative, interdisciplinary, and comprehensive care have become prioritized objectives for scientific societies. Aim of the study: This study conducts a literature review and analysis concerning the application of Lucilia sericata larvae in the local treatment of wounds in diabetic foot syndrome.

Introduction The increasing average lifespan in developed societies, low physical activity, and the obesity epidemic are the primary predisposing factors for the development of diabetes and atherosclerosis. Impaired tissue perfusion and oxygenation lead to the formation of chronic wounds and tissue destruction, resulting in self-care limitations, frequent hospitalizations, the risk of amputation, and higher mortality rates [1, 2]. The occurrence of skin and subcutaneous tissue destruction in the lower limbs in the course of vascular diseases (diabetic foot ulcer – DFU, peripheral arteriosclerosis disease – PAD, chronic venous insufficiency – CVI) is a global problem affecting an ever-growing population of chronic patients. The increasing number of individuals with diabetes, estimated at around 500 million worldwide, means that one-third of them will experience a hard-to-heal

114

wound during their lifetime. Therapeutic strategies and challenges in maintaining continuous care for these patients constitute major areas of focus for national and global scientific societies. The low awareness of prevention and prehabilitation in this patient group contributes to an increased risk of infection, prolonged treatment duration, and, ultimately, limb loss [3]. According to research conducted by Wukich et al., patients with diabetes are significantly more concerned about amputation than death; limb loss is associated with disability and loss of bodily integrity [4]. Based on the International Working Group on the Diabetic Foot (IWGDF) definition, Diabetic Foot Ulcer (DFU) is the disruption of skin continuity, accompanied by infection and tissue destruction in patients with diabetes, along with concomitant neuropathy and/or PAD. The majority of amputations are preceded by tissue damage in the foot. It is estimated

The potential use of Lucilla sericata larvae in diabetic foot syndrome

that limb loss may affect up to half of this group, increasing the risk of death within 5 years [5]. Armstrong et al. estimated that the lifetime probability of developing a hard-to-heal wound is 19-34%. The risk of ulcer recurrence is high, with 40% of patients experiencing it within a year, and amputations are performed in up to 25% of patients with hard-to-heal wounds in DFU [6-8]. It is estimated that 10-25% of the diabetic population has diabetic foot ulcers. Over 50 million people will have DFUs by 2030 [9-11]. The 5-year mortality rate for major amputations averages 56.6%. These results were compared to the mortality reported for all cancers, which was 31%. Ischemia likely accounts for only 10% of DFUs, while 90% are due to neuropathy, occurring either independently or in combination with ischemia, foot deformities, and gait instability, increasing the risk of tissue damage within the foot. Complications in the course of DFU are considered a major cause of disability worldwide, significantly prolonging hospitalization periods and, consequently, increasing healthcare expenses [12, 13]. Experts emphasize the need for comprehensive, interdisciplinary care to improve the quality of life for patients. Broadly defined primary prevention, the development of a network of highly specialized facilities for treating diabetes complications using endovascular techniques and vascular surgery, and wound management utilizing recommended methods and techniques, are all long-term future plans being pursued [14]. Implementing such strategies aims to minimize complications in the course of DFU, a leading cause of disability worldwide, significantly extending treatment periods and increasing healthcare costs [12, 13, 15]. This initiative, known as the “Kazimierz Declaration”, was launched during the conference of the Polish Wound Management Association (Polskie Towarzystwo Leczenia Ran – PTLR) in June 2023, and it received widespread support from numerous practitioners and experts specializing in the field of hard-to-heal wounds. The costs of wound treatment are high, accounting for approximately 1-3% of total healthcare expenditures in developed countries [16-18]. The frequency of hard-to-heal wounds varies and depends on several factors influencing the state of the observed group (sample), especially age, self-care capabilities, and clinical condition. Data from the United States indicate that over 2% of the population, nearly 5.7 million people with chronic wounds, represents a financial burden of approximately $20 million [19]. This issue is encountered in most healthcare systems, with a higher frequency in developing countries, where the number © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

of amputations is significantly higher due to the distribution of diabetic patients and pre-diabetic conditions. The dynamic development of medicine through the provision of drugs, products, and modern therapies aims to improve the quality of life for patients by minimizing potential complications. The presence of hard-to-heal wounds in diabetic patients contributes to reduced productivity, increased work absenteeism, predisposing to social isolation, and widespread suffering. Efforts should be made to minimize the duration of wound treatment and mitigate factors that disrupt this process [20]. The Polish society ranks among the European leaders in terms of the incidence and morbidity of vascular diseases. The treatment of DFU requires a multidisciplinary approach and combined therapy due to the high degree of clinical problem diversity, both at the time of ulcer occurrence and in terms of prevention [21, 22]. The aim of this study is to review the literature on the use of Lucilia sericata larvae for debridement and stimulation of reparative processes in diabetic foot syndrome.

Material and methods A critical literature analysis was conducted spanning the years 2012-2023, utilizing PubMed and Termedia databases, based on the following keywords: diabetic foot ulcer, Lucilia sericata, and maggot debridement therapy. Selected volumes were limited to English and Polish languages. Works discussing the utilization of MDT in the treatment of diabetic foot ulcers of various etiologies were considered. Manuscript evaluation focused on issues pertaining to debridement, larval defensin activity, reduction in antibiotic therapy, amputation prevention, wound healing processes, and healing time. Exclusion criteria encompassed studies involving localized wound treatment using alternative forms of therapy, including acute and surgical therapies, in vitro or animal studies, case studies, reports, or articles involving fewer than 10 participants (Fig. 1). As a result of keyword preselection, 11,380 volumes were identified for the term “diabetic foot ulcer”, from which 36 publications were selected for the development of the research concept (randomized studies: 2; meta-analyses 2; literature reviews: 8; original papers: 22). The process of selecting works is presented in Figure 1. The acquired data were organized and presented in subsections: local wound management in the debridement phase, larval therapy of diabetic foot syndrome, antimicrobial activity of Lucilia sericata larvae, and stimulation of reparative processes in larval wound therapy. 115

INCLUDED

ELIGIBILITY

SCREENING

IDENTIFICATION

Dariusz Bazaliński, Kamila Pytlak, Paulina Szymańska, Karol Sieńczak

Records identified through database searching (PubMed) (n = 11,380)

Records identified through database for “diabetic foot ulcer” searching (Termedia) (n = 5)

Records after papers removed Papers rejected (n = 7632): • case • animals • history • case series and reports involving fewer than 10 participants Papers on “diabetic foot ulcer, wound healing” issues (n = 3753) Papers describing treatment without the use of MDT removed (n = 3717) Papers on “diabetic foot ulcer, maggot debridement therapy” issues (n = 34)

Figure 1. Protocol for the inclusion of works in the literature review

Local wound management in the debridement phase Diabetes mellitus (DM) is a chronic endocrinological disease characterized by hyperglycemia resulting from disrupted insulin production within the body. The care and treatment of individuals with diabetes should be carried out by an interdisciplinary team based on established clinical guidelines [5, 14]. Education, lifestyle modification, and promotion of health-related activities constitute fundamental educational measures preceding the multispecialty treatment, which may encompass revascularization procedures, surgical interventions, orthopedics, skin grafting, and soft tissue reconstruction. Managing comorbid conditions and controlling diabetes represent the second pillar of comprehensive patient care [23]. Fernando et al. suggest that a multidisciplinary team approach can reduce amputation rates and lead to an improved quality of life for patients with diabetic foot ulcers (DFU) [24]. Hard-to-heal wounds in the context of diabetic foot syndrome are characterized by complex pathology, stemming from impaired angiogenesis, persistent inflammation, bacterial colonization evolving into biofilm formation, and concomitant neuropathy and/or microangiopathy (Fig. 2) [25]. Persistent hyperglycemia contributes to disruptions in processes responsible for protein synthesis, keratinocyte and fibroblast migration and proliferation, while also potentially causing endothelial cell dysfunction [26]. Impaired wound healing process 116

is associated with abnormalities in coagulation, angiogenesis, nerve cell regeneration, and extracellular matrix (ECM) production. In this pathological state, several molecular components, including receptors, proteolytic enzymes, and neuropeptides, undergo alterations, resulting in delayed wound healing [27]. The preparation of the wound bed through the elimination of necrotic tissue should be based on expert consensus from TIMERS [28] and Wound Hygiene [29, 30]. The first recommended action, following the assessment of the patient’s condition and the diagnosis of the wound’s etiology, is the selection of a method for debriding devitalized, dead tissue, which in many cases is the source of infection and systemic infection. Each debridement method has its advantages and disadvantages, and the possibilities of their application are determined by practice guidelines, the individual decision of the person managing local treatment protocols based on wound examination, and the availability of equipment and technical resources [31]. There are no strict rules indicating the frequency of wound debridement; however, systematic performance of this procedure using the chosen technique removes bacterial biofilm and prevents its reformation, thereby facilitating the repair processes and shortening the inflammatory process [32]. The use of tissue tension-reducing agents enhances the effectiveness of the procedure [33, 34]. The choice of the optimal cleaning method depends on various factors, including the etiopathogenesis of the wound, © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

The potential use of Lucilla sericata larvae in diabetic foot syndrome

Normal wound healing

Non-healing diabetic wound

Dermis Hypodermis

Hypodermis Dermis Epidermis

Epidermis

Neutrophil

Macrophage

Fibroblast

Bacteria

Figure 2. The pathophysiology of wound healing in diabetes [25]

coexisting diseases, the patient’s clinical history, pain threshold, clinician’s skills, as well as the preferences and economic capabilities of the patient (MDT and NPWT are not reimbursed in Poland and may appear costly) (Fig. 3). The gold standard is the acute or delayed debridement of devitalized and dead tissues. However, extensive removal of necrosis, exposing live tissue, is a highly specialized procedure that should not be performed routinely. It is recommended in cases of fulminant infection associated with fasciitis or tendon inflammation, in the presence of bone infection or sepsis risk. This method requires hospitalization, an operating room, specialized medical staff, and anesthesia [34]. The benefits of rapid wound debridement include shortened healing time, reduced infection risk, and often the avoidance of debilitating amputations, especially in cases of infection and abscess formation in DFU [35]. A method that allows for selectivity and “protection” of healthy tissues is the maggot debridement therapy (MDT), approved by the Food and Drug Administration (FDA) in 2004. It is recognized that the pioneer of maggot therapy, as it is applied today, is R.A. Sherman who in 1990 opened a sterile laboratory at the Veteran Administration Hospital Medical Centre, in Long Beach, California. His team carried out a prospective study involving patients with pressure wounds following spinal cord injury, where it was shown that in comparison to conservative methods, wound debridement was more effective and required less time, while safety measures and sterile larva culture were maintained [36]. Larval wound therapy is limited to Lucilia sericata larvae as a medical product. © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

It allows for highly selective wound debridement of dead tissue and stimulates repair processes through physical contact with the wound surface and the release of growth factors [37]. The method is relatively simple and can be effectively and safely conducted by medical personnel in various settings, including home care, outpatient clinics, and hospitals. However, despite the simplicity of the method, authors emphasize its demanding nature in terms of therapy supervision, especially when using free-range larvae in deep and penetrating wounds [38–40]. The use of biodebridement worldwide in the era of “antibiotic resistance” is gaining increasing recognition among experts dealing with the management of hard-to-heal wounds. In the last decade, the medical larvae of Lucilia sericata have been hailed as “healing maggots” due to their diverse biochemical properties that stimulate wound healing processes [41]. In Poland, in 2023, the expert team of the PTLR developed the first national recommendations for the use of medical larvae. The method was formally named Larval Wound Therapy – LWT (terapia larwalna rany – TLR) [42]. Literature analysis indicates that MDT/LWT should be recommended as adjunctive therapy in combination with conventional treatment methods such as acute debridement, antibiotic therapy, active dressings, and negative pressure wound therapy (NPWT) [2, 14, 38, 43, 44]. Wound larval therapy in diabetic foot syndrome Local application permits the use of larvae from the Lucilia sericata (Phaenicia sericata) species, originating from the blowfly family, bred under controlled, sterile 117

Dariusz Bazaliński, Kamila Pytlak, Paulina Szymańska, Karol Sieńczak

METHODS OF WOUND DEBRIDEMENT IN THE COURSE OF DFU T I M E

MECHANICAL Local debridement through: sponges, gauze, scraping, curettage, and hydrotherap

ACUTE Local debridement of devitalized, dead tissue using small surgical instruments

SURGICAL Necrectomy, surgical preparation with simultaneous tissue closure and coverage, cleansing, or removal of bone structures

PHYSICAL NPWT

Wound larval therapy Lucilla sericata

AUTOLYTIC

Antiseptic gels in combination with polyurethanes, hydrofibers, lipidocolloids, and other recommended

Figure 3. Local wound debridement options in the course of DFU

conditions. Larvae can be used either in a loose form or in a biobag; in local wound care during DFU, free larvae are more commonly used due to the risk of penetration into necrotic destruction along tendons and bones [38]. Larval therapy is based on three mechanisms: mechanical and autolytic debridement of necrotic tissue, secretion of anti-inflammatory, antibiofilm, bactericidal, and wound-healing-promoting substances [35, 37, 38]. The larvae, residing within the wound, exhibit high selectivity, liquefying necrotic tissue through digestive enzymes, resulting in characteristic brown exudate, followed by extracorporeal absorption of softened dead tissue without damaging granulation tissue [45, 46]. The primary criteria for qualifying for MDT/LWT are infected, necrotic wounds where typical wound debridement procedures are not feasible, are contraindicated for various clinical reasons, or may yield low cleansing effects. A contraindication for therapy is a wound showing granulation characteristics without necrotic tissue, qualifying for standard treatment [42]. In the case of abscess formation, it is advisable to evacuate the discharge, drain the wound, and then consider the feasibility of MDT, especially in highly vascularized areas and/or in patients with coagulation disorders or taking anticoagulant medications, with strict adherence to safety protocols under the supervision of an experienced clinician [42, 47]. MDT should not be used in patients allergic to products used in larval breeding (brewer’s yeast, soy proteins) or during larval disinfection [46]. Before qualifying a patient for therapy, their readiness should be assessed not only in terms of the physical preparation of the wound bed but also from a psychological perspective. Specialized centers use 118

a questionnaire-based assessment to evaluate the patient’s acceptance of larval therapy [47]. Education and informed consent according to the application protocol should be mandatory. Personal observations strongly suggest that individuals with diabetes are a preferred group for wound cleansing using this method; sensory disturbances of the hypalgesia type make the presence of larvae in the wound practically imperceptible. Similar observations were confirmed by Shi et al. in a systematic review comparing pain in diabetic and non-diabetic patients, finding that diabetic patients experienced consistently low levels of pain during MDT, whereas pain intensified in the non-diabetic group [48]. In other groups of patients with vascular etiology wounds, the initial sensations reported by patients are skin-related sensations such as itching, crawling sensation, pain, and feelings of disgust linked to the appearance of larvae, which are associated with ugliness, putrefaction, especially in patients over 70 years of age and women [49]. Patients with PAD should be prepared for therapy, which should be implemented after restoring circulation in the affected limb. Campbell and Campbell reported that natural stress reactions in patients decreased after initiating therapy [50]. Zarchi and Jemec compared a group receiving MDT with a group where wounds were cleansed using hydrogel and found a higher level of pain in the larval group; however, the discomfort did not decrease the quality of life, and the number of reported problems during therapy was low [51]. A cohort study conducted by Campbell and Campbell in a group of 68 patients (67% diagnosed with diabetes and PAD) confirmed the high effectiveness of MDT. In the studied group of patients, 90% of wounds were cleansed within 1 week [50]. Syam © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

The potential use of Lucilla sericata larvae in diabetic foot syndrome

et al. concluded that biodebridement is effective in diabetic foot syndrome, indicating rapid debridement of necrotic tissue, a lower bacterial load, and accelerated repair processes [52]. Literature analysis suggests that the activity of larval mechanisms, such as cleansing, bactericidal activity, and stimulation of repair processes, is short-term, lasting no more than a few weeks. The effectiveness of cleansing is measurable, as the effect can be assessed directly after larvae evacuation from the wound. Within 24 hours, Lucilia larvae can eliminate 20-25 mg of necrotic tissue [38]. However, the phenomenon of wound healing itself can only be assessed after complete wound closure, which occurs at different individual times. Sherman suggested that the most favorable effects could be achieved by using MDT as a maintenance form, i.e., wound revitalization repeated at a set time sequence [48]. Campbell and Campbell point out the high effectiveness of MDT as a last-resort therapy, estimating that approximately 60% of patients experienced successful treatment, resulting in amputation avoidance [50]. The same hypothesis was examined by Tian et al., who, after comparing the results of reviewed studies, concluded a significant reduction in the number of amputations after implementing MDT [53]. Sun et al., when assessing the MDT-treated group and the conventionally treated group, made the bold claim that patients not receiving MDT were even twice as likely to undergo amputation compared to patients subjected to biodebridement [54]. The antimicrobial activity of Lucilia sericata larvae In a hyperglycemic environment, the formation of biofilm is promoted, which is one of the causes of delayed or completely inhibited wound healing processes in hard-to-heal wounds [25-27]. Biofilm, as a multidimensional structure composed of bacteria, viruses, fungi, enclosed within a specific polymeric matrix, is highly resistant to antibiotic treatment and unresponsive to the host’s immune response. This structure disrupts tissue repair processes and generates a localized inflammatory state, without clinical signs of infection [34]. The pathway to systemic infection with symptomatic manifestations depends on bacterial species, their interactions, and the host’s immune response. Malone et al., in a conducted meta-analysis, confirmed the presence of biofilm in 78.2% of chronic wounds [32]. The constant production and modification of bacterial resistance to antibiotics pose a significant © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

challenge to the healthcare sector. Treating patients with resistant bacterial strains requires an innovative approach that reduces the risk of infection and mortality due to complications [56]. Scientific reports indicate that in the coming years, an increasing number of bacteria will acquire new resistance mechanisms. Contemporary medicine is characterized by a lack of new antibiotics and limited prospects for their development. Additionally, frequent and unjustified antibiotic therapy directly contributes to the development of persister cells, a subpopulation of cells capable of rebuilding the biofilm population [32, 34, 57]. Excretions and secretions (ES) reduce the proinflammatory response by demonstrating antibacterial activity (lucifensin I and II, lucilin, proline). Larval excretions, such as ammonia, calcium carbonate, and ammonium carbonate (resulting in a specific odor during therapy), increase the pH of the wound bed, thereby limiting bacterial proliferation in an alkaline environment [2, 48]. Diabetic foot is most commonly colonized by bacteria such as Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus ligdunensis, Proteus mirabilis, Pseudomonas aeruginosa, Enterobacter cloacae, E. faecalis, and Finegoldia magna [58]. The use of medical larvae in local wound treatment reduces the burden, especially of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa bacteria [2, 37, 38, 45, 46]. Analyzing the available literature, randomized studies by Malekian et al. are noteworthy. In their study involving 50 patients with DFU, they confirmed the antimicrobial effect of larvae; the number of S. aureus infection cases in the MDT-treated group was significantly reduced after 48 hours compared to the control group (p = 0.047). The number of cases of P. aeruginosa infection was significantly reduced after 96 hours (p = 0.002) [59]. Similar conclusions were drawn by Yan et al., who also indicated an antimicrobial effect against Candida albicans fungi [60]. Larvae are typically applied according to a developed algorithm (5-10 larvae per cm²). Szczepanowski et al., when assessing the colonization of vascular ulcers and diabetic foot ulcers, pointed out that the larval density per unit wound surface enhances their antibacterial activity and reduces the likelihood of the presence of Corynebacterium, Enterobacteriaceae, Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus MSSA, Streptococcus coagulase-negative, but increases the likelihood of contamination with Proteus mirabilis in the wound bed [61]. Contamination with Proteus mirabilis may be due to the fact that this bacterium constitutes the natural gut microflora of L. sericata, providing them with natural defense 119

Dariusz Bazaliński, Kamila Pytlak, Paulina Szymańska, Karol Sieńczak

against pathogenic microorganisms from the outside [46, 62]. Tian et al., in a meta-analysis comparing MDT with standard therapy, suggested that the MDT group significantly outperformed the control group in terms of the percentage of wounds completely healed (p = 0.03), amputation frequency (p = 0.02), time to healing (p = 0.0004), and the number of days without antibiotic therapy (p = 0.001). However, the frequency of post-MDT infections showed no difference compared to the control group (p = 0.10) [53]. The authors indicate that in patients treated with MDT, it was possible to significantly reduce the number of days of antibiotic therapy by reducing the bacterial load compared to the group of patients treated with other selected methods [48, 54, 63]. Stimulation of repair processes in the larval wound therapy In the last decade, there has been a growing interest in larval biotherapy due to various biochemical properties that stimulate wound healing processes. Isolating chemical substances from ES offers expanding possibilities for research into the utilization of protein defensins in the treatment of wounds with different etiologies. Sherman was the first to demonstrate the effectiveness of medical larvae in wound healing during the course of DFU [64]. Larval excretions and secretions (ES), and their vibrating movements induced by physical contact with the wound bed stimulate the migration of human keratinocytes and fibroblasts, thus promoting wound healing processes [64, 65]. Wang et al. confirmed the impact of larval defensins on stimulating endothelial cell activity, thereby promoting wound angiogenesis in patients with diabetic foot syndrome [66]. Larval therapy is considered an important complementary treatment strategy for PAD patients, especially after revascularization treatment [67]. In Nishijima et al.’s studies, better wound bed preparation and graft viability were achieved in the MDT group [67]. A meta-analysis by Tian et al. comparing conventionally treated and MDT-treated groups pointed to a significant difference in healing rates, indicating the positive effects of larvae [53]. Polat et al., evaluating the healing rate in a sample of 36 chronic ulcers, also noted the positive effects of larvae, with 80.6% of wounds healing within 1-2 months after MDT implementation [68]. In their systematic review, Sun et al. assessed wound healing indicators in the course of diabetic foot syndrome in comparison to venous ulcers or pressure ulcers, indicating an equivalent positive effect of MDT 120

compared to conventional therapy but noting that the healing time was shorter in the MDT group. Shi and Sholer indicated that MDT implementation resulted in faster granulation and shorter healing times, especially for pressure ulcers and diabetic foot ulcers [48]. Wilasrusmee et al., comparing healing rates in DFU patients conventionally treated versus the MDT group, identified a sevenfold higher healing rate in the MDT group, significantly contributing to shorter treatment duration and reduced costs [69]. In an exploratory study analyzing the transcriptome related to keratinocytes, endothelial cells, and monocytes, Dauros Singorenko et al. demonstrated that larval ES products modulate the immune response, indirectly influencing processes such as cell migration and angiogenesis through cytokine release [70]. Larval wound therapy is a highly effective method, but like any other, it may have negative consequences. Literature analysis indicates potential problems that may arise during MDT, including itching, pain, and discomfort at the thought of larvae crawling in the wound [38, 46]. Bleeding, fever, signs of infection, or allergic reactions are potential symptoms that can lead to serious systemic disorders [48]. The patient’s natural reaction to a previously unfamiliar therapy is fear and concern about the larvae escaping from the wound bed. Thoroughly preparing the patient and their family, familiarizing them with the procedure, explaining the potential effects of therapy, both positive and negative, establishing a strong patient-provider relationship, and ensuring care by trained medical personnel all positively influence the patient’s perception of this treatment method. In Poland, MDT is not reimbursed by the National Health Fund (Narodowy Fundusz Zdrowia – NFZ); however, considering the rapid cleansing and antimicrobial effects, ultimately accelerating the healing process, it is cost-effective in the long term.

Conclusions Ulcers in the course of diabetic foot have become one of the leading causes of mortality and morbidity in diabetic patients, as well as a common reason for hospitalization, placing a significant burden on healthcare systems. Prevention and treatment require a multidisciplinary approach. Larval therapy accelerates wound debridement and stimulates wound healing processes. The use of Lucilia sericata larvae may contribute to reducing antibiotic therapy duration, lowering the number of hospitalizations, and mitigating the risk of amputations. © Polskie Towarzystwo Leczenia Ran, 2023

The potential use of Lucilla sericata larvae in diabetic foot syndrome

Disclosure The authors declare no conflict of interest. References 1. Rodrigues M, Kosaric N, Bonham CA, et al. Wound healing: a cellular perspective. Physiol Rev 2019; 99: 665–706. DOI: 10.1152/ physrev.00067.2017. 2. Bazaliński D, Skórka M, Szymańska P, et al. Lucilia sericata defensins and their capacity to stimulate wound regenerative processes. A review of the literature and our own observations. Leczenie Ran 2022; 19: 94–105. DOI: https://doi.org/10.5114/lr.2022.120200. 3. Klein TM, Andrees V, Kirsten N, et a. Social participation of people with chronic wounds: A systematic review. Int Wound J 2021; 18: 287–311. DOI: 10.1111/iwj.13533. 4. Wukich DK, Raspovic KM, Suder NC. Patients with diabetic foot disease fear major lower-extremity amputation more than death. Foot Ankle Spec 2018; 11: 17–21. DOI: 10.1177/1938640017694722. 5. International Working Group on the Diabetic Foot. IWGDF Guidelines on the prevention and management of diabetic foot disease. International Working Group on the Diabetic Foot, Maastricht, The Netherlands 2019. 6. Armstrong DG, Tan TW, Boulton AJM, Bus SA. Diabetic Foot Ulcers: A Review. JAMA 2023; 330: 62–75. DOI: 10.1001/jama.2023.10578. 7. Huang ZH, Li SQ, Kou Y, et al. Risk factors for the recurrence of diabetic foot ulcers among diabetic patients: a meta-analysis [published correction appears in Int Wound J. 2020 Apr;17(2):523]. Int Wound J 2019; 16: 1373–1382. DOI: 10.1111/iwj.13200. 8. Burgess JL, Wyant WA, Abdo Abujamra B, et al. Diabetic Wound-Healing Science. Medicina (Kaunas) 2021; 57: 1072. DOI: 10.3390/ medicina57101072. 9. Alavi A, Sibbald RG, Mayer D, et al. Diabetic foot ulcers: part II management. J Am Acad Dermatol 2014; 70: 21.e1–124. DOI: 10.1016/ j.jaad.2013.07.048. 10. Leone S, Pascale R, Vitale M, Esposito S. Epidemiologia del piede diabetico [Epidemiology of diabetic foot]. Infez Med 2012; 20 Suppl 1: 8–13. 11. Fan W, Yang B, Hu X, et al. Safety and efficacy of larval therapy on treating leg ulcers: a protocol for systematic review and meta-analysis. BMJ Open 2020; 10: e039898. DOI: 10.1136/bmjopen-2020-039898. 12. Armstrong DG, Swerdlow MA, Armstrong AA, et al. Five year mortality and direct costs of care for people with diabetic foot complications are comparable to cancer. J Foot Ankle Res 2020; 13: 16. DOI: 10.1186/s13047-020-00383-2. 13. Lazzarini PA, Pacella RE, Armstrong DG, van Netten JJ. Diabetes-related lower-extremity complications are a leading cause of the global burden of disability [published online ahead of print, 2018 May 23]. Diabet Med. 2018; 10.1111/dme.13680. DOI: 10.1111/dme.13680. 14. Mrozikiewicz-Rakowska B, Jawień A, Szewczyk MT, et al. Postępowanie z chorym z zespołem stopy cukrzycowej – wytyczne Polskiego Towarzystwa Leczenia Ran 2021: część 1. Leczenie Ran 2021; 18: 71–114. DOI: https://doi.org/10.5114/lr.2021.113769. 15. Hoffstad O, Mitra N, Walsh J, Margolis DJ. Diabetes, lower-extremity amputation, and death. Diabetes Care 2015; 38: 1852–1857. DOI: 10.2337/dc15-0536. 16. Phillips CJ, Humphreys I, Fletcher J, et al. Estimating the costs associated with the management of patients with chronic wounds using linked routine data. Int Wound J 2016; 13: 1193–1197. DOI: 10.1111/iwj.12443. 17. Olsson M, Järbrink K, Divakar U, et al. The humanistic and economic burden of chronic wounds: A systematic review. Wound Repair Regen 2019; 27: 114–125. DOI: 10.1111/wrr.12683. 18. Phillips CJ, Humphreys I, Thayer D, et al. Cost of managing patients with venous leg ulcers. Int Wound J 2020; 17: 1074–1082. DOI: 10.1111/iwj.13366. 19. Chan B, Cadarette S, Wodchis W, et al. Cost-of-illness studies in chronic ulcers: a systematic review. J Wound Care 2017; 26 (suppl 4): S4–S14. DOI: 10.12968/jowc.2017.26.Sup4.S4.

20. Heyer K, Herberger K, Protz K, et al. Epidemiology of chronic wounds in Germany: Analysis of statutory health insurance data. Wound Repair Regen 2016; 24: 434–442. DOI: 10.1111/wrr.12387. 21. Montero-Baker M, Zulbaran-Rojas A, Chung J, et al. Endovascular Therapy in an “All-Comers” Risk Group for Chronic Limb-Threatening Ischemia Demonstrates Safety and Efficacy When Compared with the Established Performance Criteria Proposed by the Society for Vascular Surgery. Ann Vasc Surg 2020; 67: 425–436. DOI: 10.1016/ j.avsg.2020.03.008. 22. Choobianzali B, Goli R, Hassanpour A, et al. Reviving hope by using of maggot debridement therapy in patients with diabetic foot ulcer: A case report study. Int J Surg Case Rep 2022; 91: 106797. DOI: 10.1016/j.ijscr.2022.106797. 23. Yazdanpanah L, Nasiri M, Adarvishi S. Literature review on the management of diabetic foot ulcer. World J Diabetes 2015; 6: 37–53. DOI: 10.4239/wjd.v6.i1.37. 24. Fernando ME, Crowther RG, Pappas E, et al. Plantar pressure in diabetic peripheral neuropathy patients with active foot ulceration, previous ulceration and no history of ulceration: a meta-analysis of observational studies. PLoS One 2014; 9 (6): e99050. DOI: 10.1371/ journal.pone.0099050. 25. Burgess JL, Wyant WA, Abdo Abujamra B, et al. Diabetic Wound-Healing Science. Medicina (Kaunas) 2021; 57: 1072. DOI: 10.3390/ medicina57101072. 26. Lima AL, Illing T, Schliemann S, Elsner P. Cutaneous Manifestations of Diabetes Mellitus: A Review. Am J Clin Dermatol 2017; 18: 541–553. DOI: 10.1007/s40257-017-0275-z. 27. Kumar S, Bharali A, Sarma H, et al. Traditional complementary and alternative medicine (TCAM) for diabetic foot ulcer management: A systematic review. J Ayurveda Integr Med 2023; 14: 100745. DOI: 10.1016/j.jaim.2023.100745. 28. Sibbald RG, Elliott JA, Persaud-Jaimangal R, et al. Wound Bed Preparation 2021. Adv Skin Wound Care 2021; 34: 183–195. DOI: 10.1097/01. ASW.0000733724.87630.d6 29. Murphy C, Atkin L, Swanson T, et al. Defying hard-to-heal wounds with an early antibiofilm intervention strategy: wound hygiene. J Wound Care 2020; 29 (Suppl 3b): S1–S26. DOI: 10.12968/jowc.2020.29.Sup3b.S1 30. Atkin L, Bućko Z, Conde Montero E, et al. Implementing TIMERS: the race against hard-to-heal wound. J Wound Care 2019; 23 (Suppl): S1–S50. DOI: 10.12968/jowc.2019.28.Sup3a.S1. 31. Skórka M, Bazaliński D, Gajdek M, et al. Debridement of hard-to-heel wounds provided in the home care setting. Practical and legal possibilities. Leczenie Ran 2022; 19: 84–93. DOI: https://doi.org/10.5114/ lr.2022.120199. 32. Malone M, Bjarnsholt T, McBain AJ, et al. The prevalence of biofilms in chronic wounds: a systematic review and meta-analysis of published data. J Wound Care 2017; 26: 20–25. DOI: 10.12968/ jowc.2017.26.1.20 33. Bartoszewicz M, Junka A. Biofilm Based Wound Care: strategia leczenia ran przewlekłych objętych procesem infekcyjnym wywołanym przez drobnoustroje w formie biofilmowej. Leczenie Ran 2012; 9: 1–6. 34. Dehghan O, Mehdi TS, Rafinejad J, et al. A new approach to maggot therapy for healing of diabetic foot ulcers. Acta Fac Med Naissensis 2020; 37: 387–395. 35. Dayya D, O’Neill OJ, Huedo-Medina TB, et al. Debridement of Diabetic Foot Ulcers. Adv Wound Care (New Rochelle) 2022; 11: 666–686. DOI: 10.1089/wound.2021.0016. 36. Whitaker IS, Twine C, Whitaker MJ, et al. Larval therapy from antiquity to the present day: mechanisms of action, clinical applications and future potential. Postgrad Med J 2007; 83: 409–413. DOI: 10.1136/pgmj.2006.055905. 37. Gazi U, Taylan-Ozkan A, Mumcuoglu KY. The effect of Lucilia sericata larval excretion/secretion (ES) products on cellular responses in wound healing. Med Vet Entomol 2021; 35: 257–266. DOI: 10.1111/mve.12497. 38. Bazaliński D, Kózka M, Karnas M et al. Effectiveness of chronic wound debridement with the use of larvae of Lucilia sericata. J Clin Med 2019; 8: 1845. DOI: 10.3390/jcm8111845.

121

Dariusz Bazaliński, Kamila Pytlak, Paulina Szymańska, Karol Sieńczak

39. Nigam Y. The principles of maggot therapy and its role in contemporary wound care. Nursing Times 2021; 117: 39–44. 40. Bazaliński D, Przybek-Mita, J, Ścisło, L, Więc P. Perception and readiness to undertake maggot debridement therapy with the use of Lucilia sericata larvae in the group of nurses. Int J Environ Res Public Health 2022; 19: 2895. DOI: 10.3390/ijerph19052895. 41. von Beckerath O, Kanya S, Gäbel G, et al. Use of maggot debridement therapy in hospitalised patients in Germany. Int Wound J. 2020;17(1):10-15. DOI: 10.1111/iwj.13204. 42. Mrozikiewicz-Rakowska B, Tusiński M, Lipiński P, et al. Statement of the Polish Wound Management Association on larval therapy in wound management. Leczenie Ran 2023; 20: xx-yy. DOI: 10.60075/ lr.v20i3.43. 43. Dehghan O, Mehdi TS, Rafinejad J, et al. A new approach to maggot therapy for healing of diabetic foot ulcers. Acta Fac Med Naissensis 2020; 37: 387–395. 44. Moya-López J, Costela-Ruiz V, García-Recio E, et al. Advantages of Maggot Debridement Therapy for Chronic Wounds: A Bibliographic Review. Adv Skin Wound Care 2020; 33: 515–525. DOI: 10.1097/01. ASW.0000695776.26946.68. 45. Tamura T, Cazander G, Rooijakkers SH, et al. Excretions/secretions from medicinal larvae (Lucilia sericata) inhibit complement activation by two mechanisms. Wound Repair Regen 2017; 25: 41–50. DOI: 10.1111/wrr.12504. 46. Sherman RA. Mechanisms of maggot-induced wound healing: what do we know, and where do we go from here? Evid Based Complement Alternat Med 2014; 2014: 592419. DOI: 10.1155/2014/592419. 47. Bazaliński D. Skuteczność terapii biologicznej z wykorzystaniem larw Lucilia sericata w leczeniu ran przewlekłych u chorych w opiece długoterminowej i paliatywnej. Uniwersytet Rzeszowski 2019. 48. Shi E, Shofler D. Maggot debridement therapy: a systematic review. Br J Community Nurs 2014; Suppl Wound Care: S6–S13. DOI: 10.12968/bjcn.2014.19.Sup12.S6. 49. Sun X, Jiang K, Chen J, et al. A systematic review of maggot debridement therapy for chronically infected wounds and ulcers. Int J Infect Dis 2014; 25: 32–37. DOI: 10.1016/j.ijid.2014.03.1397. 50. Campbell N, Campbell D. A retrospective, quality improvement review of maggot debridement therapy outcomes in a foot and leg ulcer clinic. Ostomy Wound Manage 2014; 60: 16–25. 51. Zarchi K, Jemec GBE. The efficacy of maggot debridement therapy a review of comparative clinical trials. Int Wound J 2012; 9: 469–477. DOI: 10.1111/j.1742-481X.2011.00919.x. 52. Syam K, Joiya SA, Khan S, Unnikrishnan PN. Maggot Debridement Therapy for Chronic Leg and Foot Ulcers: A Review of Randomized Controlled Trials. Adv Skin Wound Care 2021; 34: 603–607. DOI: 10.1097/01.ASW.0000792928.08722.ae. 53. Tian X, Liang XM, Song GM, et al. Maggot debridement therapy for the treatment of diabetic foot ulcers: a meta-analysis. J Wound Care 2013; 22: 462–469. DOI: 10.12968/jowc.2013.22.9.462. 54. Sun X, Chen J, Zhang J, et al. Maggot debridement therapy promotes diabetic foot wound healing by up-regulating endothelial cell activity. J Diabetes Complicat 2016; 30: 318–322. DOI: 10.1016/ j.jdiacomp.2015.11.009.

122

55. Naik G, Harding K. Maggot debridement therapy: the current perspectives. Chronic Wound Care Management and Research 2017; 4: 121–128. DOI: https://doi.org/10.2147/CWCMR.S117271. 56. Frieri M, Kumar K, Boutin A. Antibiotic resistance. J Infect Public Health 2017; 10: 369–378. DOI: 10.1016/j.jiph.2016.08.007. 57. Maciejewska M, Bauer M, Dawgul M. Nowoczesne metody zwalczania biofilmu bakteryjnego. Post Mikrobiol 2016; 55: 3–11. 58. Jneid J, Cassir N, Schuldiner S, et al. Exploring the Microbiota of Diabetic Foot Infections With Culturomics. Front Cell Infect Microbiol 2018; 8: 282. DOI: 10.3389/fcimb.2018.00282 59. Malekian A, Esmaeeli Djavid G, Akbarzadeh K, et al. Efficacy of Maggot Therapy on Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa in Diabetic Foot Ulcers: A Randomized Controlled Trial. J Wound Ostomy Continence Nurs. 2019; 46: 25–29. DOI: 10.1097/ WON.0000000000000496. 60. Yan L, Chu J, Li M, et al. Pharmacological Properties of the Medical Maggot: A Novel Therapy Overview. Evid Based Complement Alternat Med 2018; 2018: 4934890. 61. Szczepanowski Z, Grabarek B, Boroń D, et al. Microbiological effects in patients with leg ulcers and diabetic foot treated with Lucilia sericata larvae. Int Wound J 2022; 19: 135–143. DOI: 10.1111/iwj.13605. 62. Maleki-Ravasan N, Ahmadi N, Soroushzadeh Z, et al. New insights into culturable and unculturable bacteria across the life history of medicinal maggots Lucilia sericata (Meigen) (Diptera: Calliphoridae). Front Microbiol 2020; 11: 505. DOI: 10.3389/fmicb.2020.00505. 63. Nair HK, Ahmad NW, Ismail AA, et al. Maggot debridement therapy to treat hard-to-heal diabetic foot ulcers: a single-centre study. J Wound Care 2021; 30 (Suppl 12): S30–S36. DOI: 10.12968/jowc.2021.30. Sup12.S30. 64. Sherman RA. Maggot therapy for treating diabetic foot ulcers unresponsive to conventional therapy. Diabetes Care 2003; 26: 446–451. DOI: 10.2337/diacare.26.2.446. 65. Téllez GA, Zapata JA, Toro LJ, et al. Identification, Characterization, Immunolocalization, and Biological Activity of Lucilin Peptide. Acta Trop 2018; 185: 318–326. DOI: 10.1016/j.actatropica.2018.06.003. 66. Wang TY, Chen YC, Wang W, et al. [Mechanism of maggot debridement therapy in promoting wound angiogenesis in patients with diabetic foot ulcer]. Zhonghua Shao Shang Za Zhi 2020; 36: 1040–1049. DOI: 10.3760/cma.j.cn501120-20191022-00409. 67. Nishijima A, Gosho M, Yoshida R, et al. Effective wound bed preparation using maggot debridement therapy for patients with critical limb ischaemia. J Wound Care 2017; 26: 483–489. DOI: 10.12968/ jowc.2017.26.8.483. 68. Polat E, Kutlubay Z, Sirekbasan S, et al. Treatment of pressure ulcers with larvae of Lucilia sericata. Turk J Phys Med Rehabil 2017; 63: 307–312. DOI: 10.5606/tftrd.2017.851. 69. Wilasrusmee C, Marjareonrungrung M, Eamkong S, et al. Maggot therapy for chronic ulcer: a retrospective cohort and a meta-analysis. Asian J Surg 2014; 37: 138–147. DOI: 10.1016/j.asjsur.2013.09.005. 70. Dauros Singorenko P, Rosario R, Windsor JA, et al. The transcriptional responses of cultured wound cells to the excretions and secretions of medicinal Lucilia sericata larvae. Wound Repair Regen 2017; 25: 51–61. DOI: 10.1111/wrr.12499.

Artykuł sponsorowany firmy

Sulfatiazol srebra w leczeniu owrzodzeń podudzi – opis przypadku Izabela Kuberka1,2 , Monika Sowicz2,3 1 Zakład Pielęgniarstwa Anestezjologicznego i Zabiegowego, Wydział Nauk o Zdrowiu, Uniwersytet Medyczny we Wrocławiu

2K linika Angiologii, Uniwersytecki Szpital Kliniczny we Wrocławiu 3C entrum Terapii Obrzęków we Wrocławiu

Streszczenie Owrzodzenia podudzi powstałe w przebiegu przewlekłej niewydolności żylnej to grupa ran wymagających leczenia przyczynowego oraz specjalistycznego zaopatrzenia miejscowego. Celem pracy jest przedstawienie studium przypadku pacjentki z obustronnymi owrzodzeniami podudzi, leczonej zachowawczo z zastosowaniem sulfatiazolu srebra. Opisano 76-letnią pacjentkę przyjętą do Kliniki Angiologii z powodu niegojących się, okrężnych owrzodzeń podudzi w przebiegu przewlekłej niewydolności żylnej kończyn dolnych. Owrzodzenia były powikłane zakażeniem, z dużą ilością wysięku. Elementem mocno wspomagającym proces regeneracji jest dobrze dobrany opatrunek specjalistyczny odpowiadający fazie gojenia. Sulfatiazol srebra poza efektem wspomagania procesu autolitycznego, procesu angiogenezy, nawilżania łożyska rany wnosi do procesu leczenia również subiektywnie i fizycznie odczuwany przez pacjenta komfort. Chcąc wykorzystać efektywnie Argosulfan w postaci kremu, można korzystnie połączyć go z innymi opatrunkami specjalistycznymi, np. siatkowymi, piankowymi i superabsorbentami. W opisywanym przypadku efekt wygojenia uzyskano po 12 tygodniach intensywnej kompresjoterapii i stosowaniu sulfatiazolu srebra. Słowa kluczowe: owrzodzenia podudzi, sulfatiazol srebra, kompresjoterapia.

Wstęp Nabywając kompetencji w zakresie leczenia ran, zauważamy możliwości związane ze stosowaniem opatrunków specjalistycznych oraz konieczność ich łączenia, aby efekt końcowy był zadowalający. Rokowania związane z wyleczeniem owrzodzenia goleni związane są między innymi z dominującą okolicznością zdrowotną i możliwością wdrożenia leczenia przyczynowego [1, 2]. Należy zwrócić uwagę na fakt, że przewlekła niewydolność żylna kończyn dolnych i tworzące się na jej podłożu owrzodzenia są jednymi z najczęściej występujących ran w obrębie goleni. Nierzadko jednak spotyka się owrzodzenia kończyn dolnych o innej etiologii, do takich należą między innymi owrzodzenia niedokrwienne i w przebiegu obrzęków limfatycznych. Znajomość etiologii stanowi podstawę do wdrożenia czynności, np. zabiegowych (chirurgicznych) lub fizykalnych (kompresjoterapia), aby doszło do wygojenia. Na tym etapie ważna jest diagnostyka, np. wykonanie badania fizykalnego, ultrasonograficznego, wskaźnika kostka–ramię, które będą kluczowe w weryfikacji przyczyn powstałego owrzodzenia [3–5]. Elementem

mocno wspomagającym proces regeneracji jest dobrze dobrany opatrunek specjalistyczny odpowiadający fazie gojenia. W praktyce klinicznej spotyka się pacjentów, u których owrzodzenie goleni wywołuje dodatkowe komplikacje, takie jak silne dolegliwości bólowe i wysięk, który przy braku kontroli staje się przyczyną dalszych uszkodzeń skóry. Zastosowany opatrunek poza efektem między innymi wspomagania procesu autolitycznego, procesu angiogenezy, nawilżania powinien wnosić do procesu leczenia również subiektywnie i fizycznie odczuwany przez pacjenta komfort. Sulfatiazol srebra znany po nazwą Argosulfan jest produktem leczniczym stosowanym od kilkunastu lat w ranach o różnej etiologii. Opatrunek ten cechuje przede wszystkim zawartość sulfatiazolu należącego do grupy sulfonamidów, które powodują zmniejszenie kontaminacji bakteryjnej rany przez bakterie Gram-ujemne. Sama ulotka załączona do preparatu Argosulfan zawiera informacje związaną z zawartością 20 g sulfatiazolu srebrowego na 1 g kremu. Ważnym również składnikiem kremu Argosulfan jest srebro w postaci jonowej, które korzystnie wpływa

Sulfatiazol srebra w leczeniu owrzodzeń podudzi – opis przypadku

na proces gojenia, wykazując działanie przeciwbakteryjne w przypadku ran zakażonych przez takie szczepy, jak Escherichia coli, Klebsiella spp., Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis i Pseudomonas aeruginosa [6, 7]. Jedyna na rynku postać produktu leczniczego w postaci kremu stosowanego na owrzodzenia ma swoją ważną zaletę związaną z możliwością łatwego i bezbolesnego pokrywania ran o dużych powierzchniach i nieregularnym łożysku. Postać kremu ze względu na swoją konsystencję nie ulega całkowitemu wchłonięciu, stąd też może pozostać na ranie dłużej niż inne opatrunki np. A

w postaci żelu. Argosulfan jest preparatem wymagającym dodatkowego pokrycia rany opatrunkiem wtórnym. W praktyce spotyka się stosowanie gazy jako opatrunku wtórnego, co jest to oczywiście dopuszczalne, jednak chcąc wykorzystać efektywnie Argosulfan, można korzystnie połączyć go z innymi opatrunkami specjalistycznymi. Z punktu widzenia praktyka dobrze sprawdza się system opatrunków warstwowych z użyciem np. opatrunku siatkowego, piankowego i superabsorbentów. Oczywiście otwarta furtka w łączeniu Argosulfanu z innymi opatrunkami jest dostępna tylko dla specjalistów. W wyborze należy uwzględnić stan miejscowy łożyska rany i nasilenie wysięku. Ocena ta wpłynie również na decyzję związaną z częstością zmian opatrunków. Celem pracy jest przedstawienie opisu przypadku pacjentki z obustronnymi owrzodzeniami podudzi, leczonej zachowawczo z zastosowaniem sulfatiazolu srebra (Argosulfanu).

Opis przypadku

Ryc. 1. Faza zapalna. Owrzodzenia podudzi pokryte sporą ilością biofilmu, z dużym wysiękiem surowiczym. Jawne zakażenie. Obrzęki żylno-limfatyczne

Kobieta, lat 76, została przyjęta do Kliniki Angiologii z powodu niegojących się, okrężnych owrzodzeń podudzi w przebiegu niewydolności żylnej kończyn dolnych. Owrzodzenia podudzi pokryte sporą ilością biofilmu i dużym wysiękiem surowiczym (ryc. 1). W posiewie bakteriologicznym stwierdzono: Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli i Serratia marcescens. W wywiadzie pacjentka podawała początek obrzęków kończyn dolnych w wieku 40 lat (tj. ponad 30 lat temu). Pierwsze owrzodzenia pojawiły się w 2010 r., następnie w 2018 r. Obecne owrzodzenia powstały w marcu 2022 r. na obu podudziach. Do chorób współistniejących, z powodu których pacjentka się leczyła, należą: nadciśnienie tętnicze, napadowe migotanie przedsionków i astma. Przy przyjęciu pacjentka w dobrym stanie ogólnym, zorientowana auto- i alopsychicznie, wydolna krążeniowo i oddechowo. Posiada ograniczenia ruchowe, porusza się na wózku inwalidzkim ze względu na stan owrzodzeń podudzi. W badaniach laboratoryjnych miernie podwyższone wykładniki stanu zapalnego (białko C-reaktywne). Podczas badań stwierdzono łagodną niedokrwistość mikrocytarną z niską ferrtyną, sugerującą niedobór żelaza. W badaniu fizykalnym stwierdzono masywne obrzęki żylno-limfatyczne stóp i podudzi, stwardnienie i przerost fałdów skóry w obrębie palców stóp oraz obustronnie dodatni objaw Stemmera. W leczeniu stosowano antybiotykoterapię systemową przez 14 dni, miejscowe mechaniczne oczyszczanie owrzodzeń, specjalistyczne preparaty/opatrunki (Argosulfan w kremie) w leczeniu

Izabela Kuberka, Monika Sowicz

Ryc. 2. Widoczna poprawa po 14 dniach hospitalizacji. Ilość biofilmu znacznie się zmniejszyła. Widoczne wyraźne naskórkowanie

skojarzonym z opatrunkami piankowymi i superabsorbentami uzupełnioną o wielowarstwową kompresjoterapię. Zmiana opatrunków odbywała się raz dziennie. W trakcie 8-dniowej hospitalizacji uzyskano znaczną poprawę stopnia oczyszczenia owrzodzeń, wyraźne wypłycenie owrzodzenia, naskórkowanie z brzegów ran i wysepek skórnych. Doszło także do znacznej redukcji obrzęków i zmniejszenia wysięku. Po 14 dniach uzyskano zmniejszenie tkanki biofilmowej z widocznymi wyspami naskórka oraz redukcją obrzęku (ryc. 2). Ze względu na korzystny efekt protokołu postępowania i uzyskanie oczyszczenia rany kontynuowano stosowanie miejscowe sulfatiazolu srebra (ryc. 3) w połączeniu z opatrunkami chłonnymi piankowymi i superabsorbentami oraz kompresjoterapią

wielowarstwową opaskami typu short-strech. Proces gojenia przebiegał prawidłowo (ryc. 4). Po uzyskaniu końcowego efektu wygojenia pacjentka została zaopatrzona w kolanówki płaskodziane o II stopniu kompresji w celu kontynuacji leczenia.

Wnioski W całym procesie leczenia ważnym efektem zastosowania sulfatiazolu srebra była poprawa stanu owrzodzenia zauważona już po 8 dniach. Doszło do zmniejszenia ilości biofilmu i wysięku oraz redukcji dolegliwości bólowych. Zastosowanie sulfatiazolu srebra w połączeniu wtórnymi opatrunkami specjalistycznymi chłonnymi piankowymi i superabsorbentami wniosło w proces leczenia poprawę komfortu pacjentki. Skojarzenie

Sulfatiazol srebra w leczeniu owrzodzeń podudzi – opis przypadku

Ryc. 4. Stan owrzodzenia po 10 tygodniach leczenia

Ryc. 3. Kontynuacja leczenia użyciem sulfatiazolu srebra i opatrunków piankowych

leczenia miejscowego sulfatiazolu srebra z kompresjoterapią wspomogło leczenie owrzodzeń podudzi, prowadząc do wygojenia po 12 tygodniach. Piśmiennictwo 1. Szewczyk M, Jawień A, Cierzniakowska K i wsp. Leczenie ran przewlekłych – owrzodzenie żylne. Piel Chir Angiol 2011; 5: 41–46. 2. Grey JE, Harding KG (red.). Strużyna J (red. wyd. pol.). Leczenie ran w praktyce. Wyd. PZWL, Warszawa 2010. 3. Mościcka P, Szewczyk MT, Cwajda-Białasik J i wsp. Owrzodzenia o różnej etiologii. Opis gojenia trzech przypadków. Piel Chir Angiol 2012; 3: 99–104. 4. Nieckula M, Dębska G, Szewczyk A. Udział pielęgniarki podstawowej opieki zdrowotnej świadczącej usługi zdrowotne w domu chorego mającego owrzodzenie żylne kończyn dolnych. Piel Zdr Publ 2015; 5: 111–119. 5. Mościcka P, Cwajda-Białasik J, Szewczyk M, Jawień A. Owrzodzenie żylne – problem nie tylko osób starszych. Opis trzech przypadków klinicznych. Pielęg Chir Angiol 2017; 11: 5–12. 6. Dzikowska M, Wojtas K, Kózka M. Zastosowanie soli srebrowej sulfatiazolu w leczeniu odleżyn – opis przypadku. Leczenie Ran 2017; 14: 71–75. DOI: 10.15374/LR2017010. 7. Wyrzykowska M. Silver sulfathiazole in the treatment of burn wounds – case report. Leczenie Ran 2022; 19: 119–122. DOI: 10.5114/ lr.2022.122551.

Roztwór oraz żel do płukania i antyseptyki ran

ORYGINAŁ JEST TYLKO JEDEN Największa liczba publikacji WYRÓB AUTOSTERYLNY* Jest jałowy nawet 60 dni po otwarciu Jedyny roztwór podchlorynów o stężeniach po 40ppm HOCl i NaOCl wymieniany w europejskim konsensusie Wound Antiseptis: Update 2018 Rekomendowany jako pierwszy wybór do płukań chirurgicznych przetok, jamy brzusznej, otrzewnej czy CUN*** Posiada szerokie spektrum przeciwdrobnoustrojowe, usuwa biofilm, redukuje stan zapalny, redukuje nieprzyjemny zapach, przyśpiesza gojenie ran Jest bezpieczny dla ludzkich komórek, nie powoduje żadnych skutków ubocznych, nie wymaga wypłukiwania, jest przeznaczony do stosowania z NPWT Autosterylność* oraz aktywność przeciwdrobnoustrojowa** została potwierdzona badaniami wykonanymi w 2022 roku w Narodowym Instytucie Leków - dostępne na www.kikgel.com.pl

Maksymalna skuteczność Pełna biozgodność

KIKGEL Sp. z o.o. | ul. M. Curie-Skłodowskiej 7 | 97-225 Ujazd | tel.: 44 719 23 40 | fax: 44 719 28 39 | e-mail: biuro@kikgel.com.pl | www.kikgel.com.pl Sonoma Pharmaceuticals Netherlands B.V. | Boven de Wolfskuil 3C30 | 6049 Roermond | The Netherlands | e-mail: info.europe@sonomapharma.com Oculus Technologies of México S.A. de C.V. | Industria Vidriera No. 81 | Industrial Zapopan Norte Zip Code 45130. | Zapopan, Jalisco, México. * Raport z Narodowego Instytutu Leków nr BR - 0197 - 22 | ** Raport z Narodowego Instytutu Leków nr BR - 0117 – 21 *** Zgodnie z Consensus of Wound Antisepsis; Update 2018, A.Kramer at al.,Skin Pharmacol Physiol 2018;31:28-58 Podmiot prowadzący: Kikgel Sp. z o.o. wyd.: M/09/2023

To jest wyrób medyczny. Używaj go zgodnie z instrukcją używania lub etykietą.